ارزیابی باقی‌مانده سدیم هیدروسولفیت در محصول قند واحدهای تولیدی استان زنجان و بررسی امکان اندازه‌گیری جایگزین

بهداشت مواد غذایی

مقاله 4، دوره 4، 4 (16) زمستان، اسفند 1393، صفحه 31-44   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

مهران محسنی¹؛ عباسعلی زمانی²؛ کوروش کمالی³؛ عادل میرزاعلیزاده^{* 4}

¹دکترای تخصصی مواد خوراکی، گروه کنترل غذا و دارو، دانشکده داروسازی، دانشگاه علوم پزشکی زنجان، زنجان، ایران.

²دکترای تخصصی شیمی تجزیه، گروه علوم محیط زیست، دانشکده علوم، دانشگاه زنجان، زنجان، ایران.

³دکترای تخصصی اپیدمیولوژی، گروه بهداشت و ایمنی مواد غذایی، دانشکده بهداشت، دانشگاه علوم پزشکی زنجان، زنجان، ایران

⁴- کارشناسی ارشد بهداشت و ایمنی مواد غذایی، دانشکده بهداشت، دانشگاه علوم پزشکی زنجان، زنجان، ایران

چکیده

   سدیم هیدروسولفیت یا بلانکیت (Na₂S₂O₄) به عنوان یک ماده رنگ­­زدای شیمیایی در صنعت قندریزی استفاده می­شود. به سبب سمیت این ماده شیمیایی در مطالعه حاضر از روش حساس و دقیق پلاروگرافی جهت سنجش باقی‌مانده بلانکیت در قند استفاده شد. نتیجه‌بدست آمده از این روش با روش یدسنجی به عنوان روش معمول اندازه‌گیری در آزمایشگاه‌های مرجع، مورد مقایسه قرار گرفت. از میان کارخانه­های قندریزی فعال استان زنجان، 17 نمونه قند (با سه تکرار از تولیدهای مختلف) از هر واحد تولیدی طبق روش نمونه‌برداری استاندارد ایران انتخاب شد. سنجش پلاروگرافی نشان داد، مقدار باقی‌مانده بلانکیت در نمونه‌های قند در محدوده کم­تر از 40/1 تا ppm 24/13 تغییر می­کند. با این حال در 6 درصد نمونه­های برداشت شده، مقدار بلانکیت بیش‌تر­ از بیشینه مجاز (ppm 10) می‌باشد. بررسی آماری داده­های روش پلاروگرافی نشان داد، کارخانه­های قندریزی از نظر مقدار میانگین محتوی باقیمانده بلانکیت اختلاف معنی‌داری داشتند. محتوی بلانکیت در 19 نمونه به صورت اتفاقی به روش یدسنجی نیز تعیین مقدار گردید. مقایسه‌ی بین دو روش نشان داد، روش یدسنجی میزان باقیمانده بلانکیت را بیش­تر از حد معمول نشان می­دهد. داده­های حاصل از سنجش میزان باقی‌مانده بلانکیت به روش پلاروگرافی با روش یدسنجی، اختلاف معنی­داری داشته و نتایج نشان می‌دهد که روش پلاروگرافی از صحت و دقت مناسب‌تری برخوردار است.
 

کلیدواژه‌ها

اقی‌مانده سدیم هیدروسولفیت؛ بلانکیت؛ سنجش پلاروگرافی؛ روش یدسنجی؛ قند

اصل مقاله

مقدمه

   در صنایع غذایی ترکیب­های گوگردی به طور معمول به عنوان عامل­های نگه‌دارنده، دودی‌کردن و رنگ‌زدایی به کار گرفته می‌شوند. از این ترکیب‌های شیمیایی، به عنوان عامل رنگ‌زدا در صنایع مختلفی مانند صنعت قند و شکر، جهت تصفیه شربت و حذف ترکیب­های رنگی طبیعی حاصل از چغندر قند و نیشکر (Smith and Paton, 1985) و ترکیب‌های رنگی ایجاد شده به هنگام تولید استفاده می‌شود (Kotzamanidis, 2000; Arvanitoyannis et al., 2000). از جمله ترکیب­های آلی سولفورداری که به عنوان نگه‌دارنده و رنگ­بر در صنعت غذایی کاربرد دارند، می‌توان به انیدرید سولفورو، پتاسیم بی­سولفیت، پتاسیم متابی­سولفیت، سدیم هیدروژن سولفیت، سدیم بی‌سولفیت و سدیم متابی‌سولفیت اشاره کرد. این ترکیب­های شیمیایی در دسته‌ی مواد سالم طبقه‌بندی می‌شوند (Campbell, 2011; Kaufman et al., 2011).

   سدیم هیدروسولفیت یا سدیم دیتیونیت (Na₂S₂O₄) با نام عمومی بلانکیت، جزو ترکیب­های گوگردداری می­باشد که به طور گسترده به عنوان ترکیب بی‌رنگ کننده در صنایع مختلف از جمله خشکبار (Schlottmann, 2004)، قند و شکر (Canadian Sugar Institute, 2010)، کاغذ و نساجی (De Carvalho and Schwedt, 2002) و احیاء کردن فیبرهای سلولزی (Williams, 1979) به کار برده می‌شود. رنگ­زدایی این ترکیب از طریق سازوکار اکسایش-کاهش صورت می­پذیرد (Asato, 2003).

   مطالعه­های پژوهشگران در حوزه علوم پزشکی و بهداشتی نشان داده که دریافت میزان بیش­تر از حد مجاز ترکیب‌های گوگرددار سبب بیماری گوارشی (Orazzo, 2009; Nespoli et al., 2009)، استنشاقی (Riedel, 1992; Naujukat et al., 1992)، پوستی (Eckardt, 1973) و حتی چشمی (Johnson and Rajagopalan, 1979) می‌شود. سدیم هیدروسولفیت در صنایع غذایی از ماده‌های شیمیایی پرکاربرد است و در صنعت قندریزی برای رنگ‌بری و سفید کردن قند‌های تولیدی استفاده می‌شود (Kreber, 1999; Haslett et al., 1999).

   طی فرآیند تولید در صنعت قندریزی، در اثر به کارگیری حرارت بالا در تهیه شربت و در نتیجه تجزیه بلانکیت، دیتیونیت (S₂O₄^2-) در محلول به­جا می­ماند.

                                                (1)

   دیتیونیت ترکیب آنیونی است که در محیط­هایی با pHهای مختلف بر اثر واکنش‌ اکسایش و کاهش تبدیل به شکل‌های مختلف گوگرد مانند انیدرید سولفورو، سولفیت، سولفیت هیدروژن، تیوسولفات و سولفات می‌شود که مقدار زیاد دریافت آن‌ها سرطانزا می­باشد (Ellis et al., 1997; Lendle 2004).

                                                      (2)

                              (3)

   باقی‌مانده بلانکیت پس از ورود به دستگاه گوارش، پرزهای معده و روده را از بین می­برد (Luo, 2011;  Chen et al., 2011) و در دراز مدت با از بین بردن آنتی­اکسیدان­ها، سبب سرعت بروز سرطان دستگاه گوارشی می‌گردد (Agar, 2000; Kucukatay et al., 2000; Meng 2003). استنشاق مستقیم آن سبب تحریک سیستم تنفسی انسان می­شود (Schlottmann, 2004). هم­چنین در بلوک کردن هورمون­های بدن به ویژه انسولین موثر بوده، بنابراین به طور مستقیم نیز سبب تسریع دیابت می­گردد (Kucukatay, 2007; Agar et al., 2007).

   از دید سازمان­های مسئول صدور تاییدیه بهداشت مواد غذایی، از قبیل سازمان غذا- دارو و سازمان استاندارد و تحقیقات صنعتی ایران، اندازه­گیری باقی‌مانده بلانکیت در قند از مهم­ترین عامل­های کنترل کیفیت قند می‌باشد. طبق استانداردهای ملی ایران به شماره استانداردهای3680، 3666 و 3679، بیشینه مقدار باقی‌مانده بلانکیت به ترتیب در تولید قند کله، کلوخه و حبه، ppm 10 تعریف شده است. ولی طبق استاندارد انجمن بین المللی شیمیدانان کشاورزی (AOAC) (USDA, 2006) و استاندارد بین المللی کدکس (CAC) (Codex Alimentarius Commission, 2001) بیشینه سطح مجاز باقی‌مانده این ماده در قند و شکر، ppm 15 تعیین شده است.

   از روش‌هایی که برای سنجش میزان باقی‌مانده بلانکیت در مواد غذایی استفاده می‌شود، می‌توان به روش اندازه‌گیری کمپلکس رنگی سولفیت/روزانیلین (بعد از واکنش با فرم‌آلدئید) به‌وسیله اسپکتروفتومتر در طول موج 560 نانومتر (Decnopweever and Kraak, 1997)، کولن‌سنجی (Ekkad and Huber, 1996)، کروماتوگرافی گازی با نورتابی شیمیایی (Lavigne Delcroix, 1996; Tusseau et al., 1996)، فلوروسانس-کروماتوگرافی مایع با کارایی بالا (Rethmeier, 1997; Rabenstein et al., 1997)، کروماتوگرافی یونی با کارایی بالا (Ruiz, 1994; Santillana et al., 1994)، یدسنجی (Hernandez, 1998;  Miranda et al., 1998; Li and Zhao, 2006)، و روش مونیر- ویلیامز (Trenerry, 1996; Chaethong, 2012; Tunnarut et al., 2012) اشاره کرد.

   روش یدسنجی، روش پرکاربردی است که در آزمایشگاه‌های کنترل مواد غذایی و بهداشتی دانشگاه علوم پزشکی و خدمات بهداشتی درمانی کشور برای سنجش بلانکیت مورد استفاده قرار می‌گیرد. نقطه‌ پایانی حجم‌سنجی از طریق تغییر رنگ شناساگر مشخص می‌شود و میزان بلانکیت باقی‌مانده با مقدار ید مصرف شده اندازه‌گیری می‌شود. با توجه به این موضوع که روش یدسنجی برای سنجش انیدرید سولفورو باقی‌مانده در شکر کاربرد دارد و هم‌چنین اساس سنجش بر پایه تشخیص چشمی می‌باشد، به همین دلیل احتمال وقوع خطای دید و نیز اشتباه در سنجش میزان دقیق بلانکیت وجود دارد.

   روش پلاروگرافی برای اندازه‌‌گیری دیتیونیت و ترکیب‌های حاصل از آن به صورت محلول در آب استفاده شده است. این روش در مطالعه‌ سینتیک تجزیه‌ دیتیونیت در محلول‌های آبی گزارش شده است. الکترولیت کمکی در این روش آمونیوم هیدروژن فسفات و آمونیوم هیدروکسید 5/0 مولار به همراه تریتون 100x- بود (De Carvalho and Schwedt, 2002). در مطالعه حاضر تلاش شده است با بهره‌گیری از دستگاه پلاروگرافی مقدار باقی‌مانده بلانکیت در محصول قند اندازه‌گیری می‌شود. محلول الکترولیت به‌کاربرده شده در روش ارایه شده متفاوت با روش‌های پیشین است و برای نخستین‌بار گزارش می‌شود. این روش جدید راه حلی برای رفع مشکل سنجش باقی‌مانده بلانکیت در صنعت قند ریزی خواهد بود. دقت و صحت بسیار مناسب به همراه ابزارهای موجود وکاربری آسان این روش سبب خواهد شد تا قابل استفاده در سازمان‌های کنترل‌کننده و کارخانه‌های تولیدی ‌باشد. با مقایسه داده‌های حاصل از دو روش پلاروگرافی و یدی‌سنجی، کفایت روش سنجش پلاروگرافی را به عنوان یک فن آوری قابل کاربرد  در اندازهگیری مقدارهای بسیار ناچیز در حد (ppm)  باقی‌مانده بلانکیت در قند بررسی خواهد شد.

 

مواد و روش‌ها

جمع­آوری نمونه­ها

   به منظور برآورد میزان باقی‌مانده بلانکیت در نمونه­ قند خردشده استان زنجان، از میان 23 واحد قندریزی موجود در استان، 17 کارخانه قندریزی فعال در زمان اجرای تحقیقات در نظر گرفته شد و از هر کارخانه، 3 نمونه از تولیدهای مختلف بر اساس روش نمونه برداری استاندارد تحقیقات صنعتی ایران به شماره 3679 انتخاب گردید.

تجهیزات دستگاهی

   دستگاه مورد استفاده در این کار تحقیقاتی، دستگاه پلاروگراف 797 ساخت شرکت متروهم سوییس می‌باشد.

آماده‌سازینمونه

   جهت آماده­سازی نمونه­های قند برای انجام آزمایش تعیین مقدار باقی‌مانده بلانکیت به روش پلاروگرافی، 20 گرم از قند توسط ترازوی دیجیتال توزین و با آب دیونیزه به حجمml  100 ­رسانده شد.

 

محلول‌سازی

   محیط آزمایش برای سنجش ماده شیمیایی بلانکیت (ماده آلی با قابلیت انحلال در آب) یک محلول آبی به نسبت غلیظ (قند در آب) می­باشد. در روش پلاروگرافی باید از یک محلول الکترولیت استفاده کرد، الکترولیتی که برای انتقال جرم در کار حاضر انتخاب شد، محلولی از مخلوط اسید و باز با pH مناسب در محیط آبی بود. الکترولیت حامل به کار گرفته شده مخلوطی از استیک اسید و سدیم هیدروکسید در حجم معینی از آب دیونیزه می­باشد.

   جهت آماده‌سازی الکترولیت مقدار 4/0 گرم سدیم هیدروکسید (01/0 مول) با ترازوی دیجیتال توزین گردید و با آب دیونیزه به حجم ml 50 رسانده شد (محلول 2/0 مولار سدیم هیدروکسید). مقدار ml 143/1 از محلول استیک اسید (02/0 مول) با کمک پیپتور برقی با آب دیونیزه به حجم ml 50 رسانده شد (محلول 4/0 مولار استیک اسید). سپس ml 5 از محلول سدیم هیدروکسید و ml 5/5 از محلول استیک اسید تهیه شده با آب دیونیزه به حجم ml 250 رسانیده شد. محلول الکترولیت تهیه شده دارای 6/4 =pH  می­باشد.

   جهت آماده‌سازی محلول استاندارد، مقدار 1 گرم از ماده سدیم هیدروسولفیت (بلانکیت) را توسط ترازوی دیجیتال توزین و درون بالن ml 1000 با آب دیونیزه به حجم رسانده شد.

اندازه‌گیری به روش پلاروگرافی

   بهترین تنظیم دستگاهی برای سنجش باقی‌مانده بلانکیت در نمونه­های قند، بر طبق روش ثبت شده در اداره ثبت اختراع/ اداره کل مالکیت صنعتی ایران با عنوان «تعیین مقدار باقی‌مانده سدیم هیدروسولفیت در قند به روش ولتامتریک» توسط (عادل میرزاعلیزاده، 1392)، بر اساس جدول شماره 1 تعریف و اندازه­گیری طبق این روش انجام گردید (Mirza Alizadeh et al., 2014). در شکل 1 یک نمونه پلارگرام در اندازه‌گیری دیتیونیت آورده شده است. برای سنجش باقی‌مانده بلانکیت در نمونه‌های قند مرحله‌های زیر انجام شد:

1) انتقال 10 میلی‌لیتر از محلول الکترولیت به درون سل پلاروگرافی

2) تزریق گاز نیتروژن برای هوازدایی از محلول الکترولیت 300 ثانیه

3) اضافه نمودن 10 میلی‌لیتر محلول نمونه قند (20 درصد وزنی حجمی) به درون سل پلاروگرافی

4) همزدن محلول و الکترولیت مورد آزمایش 10 ثانیه

5) اندازه‌گیری جریان توسط دستگاه با 3 تکرار در محدوده‌ ولتاژ تعیین شده (جدول 1)

6) رسم منحنی درجه‌بندی و تعیین غلظت دیتیونیت
() بر حسب (ppm)

 

  

جدول 1- شرایط بهینه در اندازه­گیری بلانکیت به روش پلاروگرافی در نمونه‌های قند

Working electrode	DME	Start potential	-45/0 v
Stirrer speed/RDE	2000 rpm	End potential	-75/0 v
Mode	DP	Voltage step	6 mV
Purge time	10 s	Voltage step time	4/0 s
Addition purge time	10 s	Sweep rate	15 mV/s
Equilibration time	3 s	Peak potential (Ep)	- 60/0 v
Pulse amplitude	09/0 v	Mercury drop size	4

 

 

شکل 1- نمودار پلاروگرام رسم شده از سنجش باقی‌مانده بلانکیت در نمونه قند توسط دستگاه پلاروگراف

 

رسممنحنیدرجه­بندی

   در شروع کار به روش سنجش پلاروگرافی جهت رسم منحنی درجه­بندی برای اندازه­گیری نمونه­های حقیقی قند، پس از محلول­سازی و تنظیم پراسنجه­های دستگاهی طبق شرایط بهینه به دست آمده (جدول 1)، غلظت‌های 5، 10، 15، 20 و 40 میلی‌گرم بر لیتر از ماده بلانکیت در 20 گرم از ساکاروز خالص آماده و نمودار درجه­بندی برای محلول­ها رسم گردید (نمودار 1). همچنین برای اندازه­گیری حد تشخیص (LOD) و حد کمی شدن (LOQ) روش به ترتیب سه و ده برابر انحراف استاندارد عرض از مبدا تقسیم بر شیب منحنی درجه‌بندی محاسبه گردید (Miller and Miller, 2010; Shrivastava and Gupta, 2011; Armbruster and Pry August, 2008):

                         (1)                   (2)

   در این رابطه yb و sb به ترتیب میانگین سیگنال، انحراف استاندارد اندازه‌گیری شده از آزمایش شاهد می‌باشد. مقدار سیگنال به دست آمده را در معادله‌ی درجه‌بندی () قرار داده و مقدار حد تشخیص (LOD) و حد کمی شدن (LOQ) به ترتیب برابر 40/1 و 66/4 میلی‌گرم بر کیلوگرم قند بدست آمد.

   با توجه به این­که در بیش­تر آزمایشگاه­های کنترل مواد غذایی معاونت غذا و داروی کشور و همچنین آزمایشگاه‌های همکار مورد تایید وزارت بهداشت و سازمان ملی استاندارد ایران از روش یدسنجی برای اندازه‌گیری مقدار باقی‌مانده بلانکیت در قند استفاده می‌شود، برخی از داده‌های به دست آمده از نمونه­های قند خردشده با روش سنجش پلاروگرافی با داده‌های به­دست آمده از روش یدسنجی مقایسه شدند.

 

 

 

نمودار 1- منحنی درجه­بندی رسم شده برای نمونه­های حقیقی قند

اندازه­گیری به روش یدسنجی

   روش اندازه‌گیری یدسنجی بر اساس روش­های استاندارد آزمایش‌های کنترل کیفی فرآورده­های غذایی (SOP)، مرکز آزمایشگاه­های مرجع کنترل غذا و دارو وزارت بهداشت، درمان و آموزش پزشکی انجام شد(FDO, 2002).

   محلول­های مورد نیاز برای اندازه­گیری باقی‌مانده بلانکیت به روش یدسنجی عبارت بودند از 20 گرم قند با ml 50 آب مقطر در قیف دکانتور (محلول A)، محلول  ml10 فسفریک اسید 25% (1 نرمال)  با ml 50 آب مقطر در بالن cc 250 (محلول B) و محلول  ml20 پتاس 1 نرمال با ml 30 آب مقطر در ارلن cc 250 (محلول C) می­باشد.

   جهت سنجش باقی‌مانده بلانکیت به روش یدسنجی نخست مقداری از قند آسیاب می‌شود. درون یک ارلن به حجم ml 250 به مقدار 20 گرم از قند پودر شده را توزین و در ml 50 آب مقطر حل می‌کنیم و سپس محلول آماده شده را به یک قیف دکانتور منتقل می­کنیم (A).

   در بالن درب سمباده­ای ml 50 آب مقطر را همراه با ml 10 فسفریک اسید 25% اضافه کرده و بر روی شعله قرار داده، حرارت می­دهیم تا به حالت جوش درآید و عمل تقطیر انجام گیرد (B). در انتهای خروجی شیشه‌آلات، ارلن به حجم ml 250 (C)، حاوی مقدار ml 30 آب مقطر و ml 20 پتاس 1 نرمال قرار می‌‌دهیم تا محلول تقطیر شده حاصل از بالن (B) به درون آن جریان یابد. شکل (2) ابزار روش یدسنجی را در اندازه‌گیری دیتیونیت نشان می‌دهد.

 

 

 

شکل 2- ابزار مورد استفاده جهت سنجش باقی‌مانده بلانکیت به روش یدسنجی

 

   شیرِ قیف دکانتور حاوی نمونه قند را باز کرده تا با اضافه شدن بر روی بالن حاوی فسفریک اسید در حال جوش عمل تقطیر صورت گیرد. در حدود 1 الی 5/1 ساعت طول می­کشد تا حاصل عمل تقطیر در ارلن حاوی پتاس نرمال به حدود ml 100 – 75 برسد. با تمام شدن محلول قندی، شیر دکانتور را بسته و نخست ارلن را از دستگاه جدا و سپس حرارت را قطع می­کنیم. بعد از پایان این مرحله، درون ارلن حاوی پتاس نرمال و محلول تقطیر شده، چند قطره معرف فنل فتالئین افزوده، رنگ محلول ارغوانی می­شود.

   محلول ارغوانی را با حدود ml 15 سولفوریک اسید 1 نرمال اسیدی کرده تا رنگ محلول بی­رنگ گردد. در حدود ml 1 چسب نشاسته به محلول فوق افزوده و توسط پیپت ml 1 حاوی ید 02/0 نرمال به رنگ آبی کم­رنگ می­رسیم و به مدت 30 ثانیه محلول را ثابت نگه­داشته و سپس مقدار انیدرید سولفورو در نمونه مجهول قند با فرمول زیر محاسبه گردید:

گرم در تن انیدرید سولفورو = 03/32 × حجم ید مصرفی

 

آنالیز آماری

   برای تفسیر آزمون آماری نتیجه­ها، از نرم­افزار 18 SPSS استفاده شد. سطح معنی‌دار بودن در این مطالعه برابر 05/0 انتخاب گردید.

 

یافته‌ها

   ماده اولیه جهت تولید قند در کارخانه­های قندریزی استان، شکر می­باشد. به همین دلیل نخست مقدار بلانکیت در این نمونه­ها اندازه­گیری شد. به این منظور غلظت 20 گرم از 6 نمونه شکر (محصولی از 6 کارخانه تولید شکر از چغندر و نیشکر) که عمده­ترین مصرف کارخانه­­های قندریزی استان را تشکیل می‌دهند را در بالن ml 100 با آب دیونیزه به حجم رسانیده و برای اندازه­گیری بلانکیت، وارد دستگاه تزریق شد. داده‌های به‌دست‌آمده از روش پلاروگرافی نشان می­دهد که نمونه­های شکر از نظر بلانکیت، ppm 0 می­باشد، که دلیل آن وجود مرحله سولفاته کردن و استفاده از گاز گوگرد به جای بلانکیت است. با روش یدسنجی مقدار بلانکیت موجود در همین نمونه‌ها در محدوده‌ی 10 تا ppm 15 اندازه‌گیری شد که بیش‌تر از مقدار پیش‌بینی شده صفر است.

   در جدول (2) نتیجه­های به دست آمده از سنجش مقدار باقی‌مانده بلانکیت در نمونه­های قند خردشده کارخانه­های قندریزی استان زنجان به روش سنجش پلاروگرافی آورده شده است. مقدار بلانکیت در نمونه‌های قند در محدوده بین کم‌تر از 40/1 تا ppm 24/13 تغییر می­کند و در بیش­تر نمونه­های قند مقدار آن کم­تر از حد استاندارد سفارش شده می­باشد. با این حال در 6 درصد نمونه­های برداشت شده از کارخانه‌های مختلف مقدار بلانکیت بیش­ از بیشینه مجاز (ppm 10) می­باشد. هم‌چنین داده­های به دست آمده نشان می‌دهد که در بین 17 کارخانه‌ی قندریزی فعال تولید کننده قند خردشده در استان زنجان، در 4 کارخانه مقدار بلانکیت کم‌تر از ppm 40/1 در سه زمان نمونه‌برداری از تولید‌های مختلف مشاهده شده است که به طور میانگین 53/23 درصد از کل نمونه­ها را تشکیل می­دهد.

 

 

 

جدول 2- اندازه­گیری مقدار باقی‌مانده بلانکیت در نمونه­های قند خردشده کارخانه­های قندریزی استان

کارخانه قندریزی	نمونه اول (ppm)	نمونه دوم (ppm)	نمونه سوم (ppm)
A	>* 40/1	> 40/1	> 40/1
B	> 40/1	> 40/1	> 40/1
C	> 40/1	> 40/1	> 40/1
D	> 40/1	90/10	> 40/1
E	33/6	> 40/1	> 40/1
F	24/13	62/6	> 40/1
G	> 40/1	13/5	> 40/1
H	83/7	76/4	> 40/1
I	> 40/1	> 40/1	> 40/1
J	> 40/1	39/4	45/8
K	> 40/1	> 40/1	57/5
L	> 40/1	> 40/1	53/4
M	26/7	74/3	97/4
N	> 40/1	34/4	> 40/1
O	> 40/1	34/4	55/5
P	> 40/1	> 40/1	03/5
Q	83/11	> 40/1	67/4

^* حد تشخیص در روش بهینه شده پلاروگرافی برای نمونه­های حاوی بلانکیت ppm 40/1 می­باشد.

 

 

   بررسی توزیع نرمال داده­های بدست آمده در جدول (1) با آزمون کولموگروف- اسمیرنوف نشان داد که داده­ها توزیع نرمال ندارند (Sig.=0.00). به همین دلیل آزمون کروسکال- والیس که یک آزمون ناپارامتری است برای مقایسه مقدار بلانکیت بین کارخانه‌های مختلف استفاده شد. نتیجه این مقایسه نشان داد که کارخانه‌های قندریزی مختلف از نظر مقدار میانگین قند محتوی باقیمانده بلانکیت از نظر آماری متفاوت هستند (23/0Sig. =). هم­چنین از آزمون تعقیبی ﭘﺴﺖ­ﻫﺎک، توکی نیز استفاده شد که نتیجه این آزمون نشان داد، برخی از کارخانه­های قندریزی از نظر محتوی باقی‌مانده بلانکیت شبیه هم می­باشند. شکل (3) نتیجه‌ی مقایسه‌ محتوی دیتیونیت در قند تولید شده در کارخانه‌های مختلف نشان داده شده است. همان‌طور که در شکل نیز نشان داده شده است کارخانه‌های تولیدی از نظر محتوی دیتیونیت در قند تولیدی در سه گروه الف (23/0Sig. =)، ب (27/0Sig. =) و پ (05/0Sig. =) قرار می‌گیرند.

 

 

 

 

 

شکل 3- کارخانه‌های متفاوت و مشابه از نظر محتوی دیتیونیت در قند تولیدی

 

 

   با توجه به این­که در بیش­تر آزمایشگاه­های کنترل مواد غذایی معاونت غذا و داروی کشور و هم‌چنین آزمایشگاه‌های همکار مورد تایید وزارت بهداشت و سازمان ملی استاندارد ایران از روش یدسنجی برای اندازه‌گیری مقدار باقی‌مانده بلانکیت در قند استفاده می‌شود. محتوی بلانکیت در 19 نمونه­ی قند خردشده با روش سنجش یدسنجی نیز اندازه‌گیری شد. داده‌های بدست آمده در جدول (3) آورده شده است. مقدار بلانکیت در نمونه‌های قند به روش یدسنجی در محدوده بین 2/3 تا ppm 00/50 تغییر می­کند که مقدار بیش‌تری از روش پلاروگرافی است.

 

 

جدول 3- مقایسه مقدارهای باقی‌مانده بلانکیت به دست آمده در دو روش یدسنجی و پلاروگرافی

نمونه	روش پلاروگرافی(ppm)	روش یدسنجی (ppm)	نمونه	روش پلاروگرافی (ppm)	روش یدسنجی (ppm)
A	> 40/1	3/7	K	> 40/1	4/6
B	> 40/1	7/5	L	53/4	9/8
C	> 40/1	10	M	74/3	8/3
D	> 40/1	8/6	N	> 40/1	3/5
E	> 40/1	4/6	O	> 40/1	8/3
F	62/6	15	P	> 40/1	11
G	13/5	6/9	Q	67/4	4/14
H	76/4	2/3	R	24/13	47
I	> 40/1	4/5	S	83/11	50
J	> 40/1	6/9

 

 

   با توجه به نمودار (2) و داده‌های جدول (3) می­توان دریافت که روش یدسنجی، به­ مراتب پاسخ بیش‌تری را نسبت به میزان باقی‌مانده بلانکیت نشان می­دهد. این اختلاف می­تواند به دلیل سنجش میزان حضور انیدرید سولفورو () در روش یدسنجی ­باشد (روش یدسنجی جهت سنجش باقی‌مانده انیدرید سولفورو در شکر تعریف و به کار گرفته می‌شود)، در حالی که در روش پلاروگرافی، اندازه­گیری باقی‌مانده بلانکیت

   () انجام می‌شود.

 

 

 

نمودار 2- مقایسه پاسخ روش یدسنجی (خاکستری) و پلاروگرافی (سیاه) در سنجش باقی‌مانده بلانکیت در قند

 

 

   به منظور مقایسه بهتر دو روش، در ساکاروز خالص که حاوی دتیونیت نمی‌باشد مقدار مشخصی از بلانکیت اضافه و محلول حاصل به روش یدسنجی و پلاروگرافی اندازه­گیری شد که نتیجه­های این آزمایش نشان می‌دهد به روش یدسنجی، مقدار بیش­تری بلانکیت به دست می­آید (جدول 4).

 

 

جدول 4- نتایج حاصل از منحنی درجه­بندی در نمونه­های حقیقی به روش یدسنجی*

20g Sucrose	Na2S2O4	روش پلاروگرافی(ppm)	روش یدسنجی (ppm)
20g S	0 ppm	غیرقابل اندازه‌گیری	85/11
20g S	10 ppm	47/0±61/10	53/2±63/33

* سه اندازه‌گیری تکراری

 

بحث و نتیجه‌گیری

   داده‌های به دست آمده از سنجش پلاروگرافی نشان می‌دهد که در بین 17 کارخانه‌ی قندریزی فعال تولید کننده قند خردشده در استان زنجان، مقدار باقی‌مانده بلانکیت در نمونه‌های قند در محدوده بین کم­تر از 40/1 تا ppm 24/13 تغییر می‌کند و در بیش‌تر نمونه‌های قند مقدار آن کم‌تر از حد استاندارد سفارش شده می‌باشد. با این حال در 6 درصد نمونه‌های برداشت شده از کارخانه‌های مختلف مقدار بلانکیت بیش‌ از بیشینه مجاز (ppm 10) می‌باشد. هم‌چنین در 4 کارخانه مقدار بلانکیت کم‌تر از ppm 40/1 در سه زمان نمونه‌برداری از تولید‌های مختلف مشاهده شده است که به طور میانگین 53/23 درصد از کل نمونه‌ها را تشکیل می­دهد. اما در کارخانه‌های دیگر در تولید‌های مختلف، بلانکیت بیش از حد تشخیص روش دیده شد.

   مقایسه داده‌های حاصل از سنجش میزان باقی‌مانده بلانکیت به روش پلاروگرافی با روش یدسنجی، اختلاف معنی‌داری را بین این دو روش نشان می‌دهد. سبب این اختلاف می‌تواند ناشی از این باشد که طبق استاندارد ملی ایران، روش یدسنجی جهت سنجش میزان باقی‌مانده انیدرید سولفورو در شکر تعریف شده است. بدین صورت که در صنعت تولید شکر از چغندر قند و نیشکر، برای رنگبری و سفیدکردن شکر حاصله و هم‌چنین به عنوان نگه‌دارنده، از گاز انیدرید سولفورو در مرحله‌ای با عنوان سولفیتاسیون استفاده می‌شود. سنجش باقی‌مانده انیدرید سولفورو در شکر نهایی یکی از آزمایش‌های معمول جهت تایید بهداشتی بودن محصول می‌باشد. این در حالی است که در صنعت قندریزی با توجه به حذف مرحله سولفیتاسیون و عدم کاربرد گاز انیدرید سولفورو، از ماده شیمیایی سدیم هیدروسولفیت (بلانکیت) در مرحله نهایی تولید، قسمت آپارات پخت (قبل از قالب‌ریزی شربت جهت تولید قند) جهت رنگبری و سفید کردن قند تولیدی استفاده می‌شود. در این صورت سنجش باقی‌مانده بلانکیت می‌تواند یکی از آزمایش‌های لازم جهت تایید بهداشتی بودن محصول باشد. در حقیقت استفاده از روش یدسنجی برای سنجش باقی‌مانده ماده سدیم هیدروسولفیت در قند می‌تواند اشتباه‌های فراوانی از قبیل عدم سنجش دقیق میزان باقی‌مانده بلانکیت در قند را به دنبال داشته باشد که این خود می‌تواند دلیل بر اعتراض‌های بیش از حد واحدهای قندریزی به گزارش نتایج آزمون آزمایشگاه‌های کنترل مواد غذایی و بهداشتی باشد.

   هم‌چنین از مزایای روش پلاروگرافی می‌توان به حد تشخیص پایین، منحنی درجه‌بندی ضریب همبستگی نزدیک به یک (992/0 R² =) و محدوده‌ی خطی مناسب، دستیابی سریع به نتیجه اشاره کرد. اما به کارگیری روش یدسنجی با توجه به محدودیت‌ها و مشکلات فراوان در سنجش از قبیل: مدت زمان سنجش طولانی، حساسیت معرف‌ها، تازگی محلول‌ها و معرف‌ها، تغییر در pH محلول‌ها در طول زمان و در نتیجه تبدیل عنصر گوگرد به شکل‌های مختلف گوگردی، جهت سنجش باقی‌مانده بلانکیت در نمونه‌های قند، می‌تواند عدم اطمینان از نتایج آزمایش و گزارش ناصحیح را بدنبال داشته باشد که این موضوع در کنار عدم اطلاع دقیق از میزان باقیمانده بلانکیت حد مجاز گزارش شده در این محصول، به نوبه خود می‌تواند سبب اعتراض‌های فراوان کارخانه‌های قندریزی نسبت به گزارش آزمایش اعلام شده از سوی آزمایشگاه سازمان‌های مسئول باشد. روش ارایه شده پلاروگرافی بسیار آسان و کاربر دوست می‌باشد.

مراجع

• سازمان غذا و دارو (1381). روش‌های استاندارد آزمایشات (SOP) کنترل کیفی فراورده‌های غذایی در آزمایشگاه‌‎های کنترل غذا وزارت بهداشت، درمان و آموزش پزشکی، ویرایش اول.

 

• Agar, A., Kucukatay, V., Yargicoglu, P., Aktekin, B., Kipmen-Korgun, S., Gumuslu, D., et  al. (2000). The effect of sulfur dioxide inhalation on visual evoked potentials, antioxidant status, and lipid peroxidation in alloxan-induced diabetic rats. Archives of Environmental Contamination and Toxicology, 39(2): 257-264.
• Armbruster, D.A. and Pry, T. (2008). Limit of Blank, Limit of Detection and Limit of Quantitation. The Clinical Biochemist Reviews, 29(1): 49–52.
• Asato, R. (2003). Bleaching Agents, reduction-oxidation. Yves Sakai, University of Hawaii http://makahiki.kcc.hawaii.edu/chem/redox_title.html.
• Campbell, M., Kaufman, F., Kim, A. and Wu, K. (2011). Evidence on the developmental and reproductive toxicity of sulfur dioxide. Reproductive and Cancer Hazard Assessment Branch Office of Environmental Health Hazard Assessment California Environmental Protection Agency.
• Canadian Sugar Institute (2010). Sugar From Plant to Food. <http://www.sugar.ca/english/>, Accessed 2010.
• Chaethong, K., Tunnarut, D. and Pongsawatmanit, R. (2012). Quality and Color Parameters of Dried Chili and Chili Powder Pretreated by Metabisulfi te Soaking with Different Times and Concentrations. Kasetsart Journal: Natural Science 46: 473 - 484.
• Codex Alimentarius Commission (1999). Codex standard for sugars. Codex Standard 212.
• De Carvalho, L.M. and Schwedt, G. (2002). Spectrophotometric Determination of Dithionite in Household Commercial Formulations Using Naphthol Yellow S. Microchimica Acta, 138: 83-87.
• Decnopweever, L.G. and Kraak, J.C. (1997). Determination of sulphite in wines by gas-diffusion flow injection analysis utilizing spectrophotometric pH-detection. Analytica Chimica Acta, 337: 125.
• Eckardt, R.E. (1973). Recent developments in industrial carcinogens. Journal of Occupational Medicine, 15(11): 904-907.
• Ekkad, N. and Huber, C.O. (1996). A coulometer for determination of residual sulfite following the dechlorination of water. Analytica Chimica Acta, 332(2-3): 155-160.
• Ellis, M.k., Mcpherson, G.J. and Ashcroft, N. (1997). Investigation of the reductive metabolism of the azo dye 'Coriacide Black SB' in rats. Journal of the Society of Leather Technologies and Chemists, 81(2): 52-56.
• Hernandez, L.S., Miranda, J.M. and García, G. (1998). The effect of So₂ and NaCl in the degradation of organic coatings. Corrosion Prevention & Control, 45(6): 181-188.
• Johnson, J.L. and Rajagopalan, K.V. (1979). The oxidation of sulphite in animals systems. Ciba Foundation Symposium, (72): 119-133.
• Kotzamanidis, C.Z., Arvanitoyannis, I.S., Skaracis, G.N. and Hadjiantoniou, D.C. (2000). Implementation of hazard analysis critical control point (HACCP) to a production line of beet sugar, molasses and pulp: a case study. Zuckerindustrie, 125(12): 970-977.
• Kreber, B., Haslett, A.N. and Mcdonald, A.G. (1999). Use of sodium dithionite for controlling kiln brown stain development in radiata pine sapwood. Forest Products Journal, 49(1): 57-62.
• Kucukatay, V., Agar, A., Gumuslu, S. and Yargicoglu, P. (2007). Effect of sulfur dioxide on active and passive avoidance in experimental diabetes mellitus: relation to oxidant stress and antioxidant enzymes. International Journal of Neuroscience, 117(8): 1091-1107.
• LavigneDelcroix, A., Dominique, T., Martine, P. (1996). Validation of a chromatographic chemiluminescence detector. Sciences Des Aliments: international journal of food science and technology, 16(3): 267-280.
• Lendle, D.H. (2004). Sodium Dithionite. SIDS Initial Assessment Report (CAS N°: 7775-14-6).
• Li, Y.J. and Zhao, M.P. (2006). Simple methods for rapid determination of sulfite in food products. Food Control, 17(12): 975-980.
• Luo, L., Chen, S., Jin, H., Tang, C. and Du, J. (2011). Endogenous generation of sulfur dioxide in rat tissues. Biochemical and Biophysical Research Communications, 415(1): 61-67.
• Meng, Z. (2003). Oxidative damage of sulfur dioxide on various organs of mice: sulfur dioxide is a systemic oxidative damage agent. Inhalation Toxicology, 15(2): 181-195.
• Miller, N.J. and Miller, C.J. (2010). Statistics and Chemometrics for Analytical Chemistry. Sixth Edition. Printed by Ashford Colour Press Ltd, Gosport, UK, pp.124–5.
• Mirza Alizadeh, A., Mohseni, M., Zamani, A.A. and Kamali, K. (2014). Polarographic determination of sodium hydrosulfite residue (dithionite) in sugar and loaf sugar. Food Analytical Methods, 7(6): 1-6.
• Orazzo, F., Nespoli, L., Ito, K., Tassinari, D., Giardina, D., Funis, M., et al. (2009). Air pollution, aeroallergens, and emergency room visits for acute respiratory diseases and gastroenteric disorders among young children in six Italian cities. Environmental Health Perspectives, 117(11): 1780-1785.
• Rethmeier, J., Rabenstein, A., Langer, M. and Fischer, U. (1997). Detection of traces of oxidized and reduced sulfur compounds in small samples by combination of different high-performance liquid chromatography methods. Journal of Chromatography A, 760(2): 295-302.
• Riedel, F., Naujukat, S., Ruschoff, J., Petzoldt, S. and Rieger, C.H. (1992). SO2-induced enhancement of inhalative allergic sensitization: inhibition by anti-inflammatory treatment. International Archives of Allergy and Immunology, 98(4): 386-391.
• Ruiz, E., Santillana, M.I., De Alba, M., Neeto, M.T. and Garcia-Castellano, S. (1994). High-Performance Ion Chromatography Determination of Total Sulfites in Foodstuffs. Journal of Liquid Chromatography, 17(2): 447-456.
• Schlottmann, U. (2004). Sodium dithionite, CAS N°: 7775-14-6. Advisory Committee on Existing Chemicals of the Association of German Chemists (GDCh), 19-22 October 2004 BASF AG, Germany.
• Shrivastava, A. and Gupta, V.B. (2011). Methods for the determination of limit of detection and limit of quantitation of the analytical methods. Chronicles of Young Scientists, 2(1): 21-25.
• Smith, P. and Paton, N. (1985). Sugar cane flavonoids. Sugar Technology Reviews, 12: 117-142.
• Trenerry, V.C. (1996). The determination of the sulphite content of some foods and beverages by capillary electrophoresis. Food Chemistry, 55(3): 299-303.
• USDA (2006). Determination of Sulfites. the Association of Official Agricultural Chemists.
• Williams, W.J. (1979). Handbook of Anion Determination, Butterworths, London, pp. 503.