مطالعه تاثیر پیوگلیتازون بر عملکرد بافت بیضه متعاقب القاء شوک حرارتی اسکروتال در موش صحرایی

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 2، دوره 9، 1 (33) بهار، خرداد 1394، صفحه 11-22   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسندگان

سعید محمدحسینی¹؛ مهرداد نشاط‌قراملکی²؛ سیداسماعیل صفوی³

¹دانش‌آموخته دانشکده دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد تبریز، تبریز، ایران

²استادیار گروه علوم درمانگاهی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد تبریز، تبریز، ایران.

³استادیار گروه علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد تبریز، تبریز، ایران.

چکیده

   شوک حرارتی در بیضه حتی برای یک بار و به مدت کوتاه، می­تواند باعث تخریب بافت بیضه و اختلال در روند اسپرماتوژنز ­شود. پیوگلیتازون داروی ضد التهاب و آنتی­اکسیدان بوده که به­طور گسترده در بیماران دیابتی استفاده می‌شود. هدف اصلی این مطالعه، ارزیابی تاثیر پیوگلیتازون بر بافت بیضه متعاقب شوک حرارتی اسکروتال می­باشد. بدین منظور، تعداد 54 سر موش صحرایی نر ویستار به­صورت تصادفیبه 9 گروه 6تایی تقسیم شدند. در 3 گروه اول، به عنوان شاهد­، اسکروتوم حیوانات در آب 23 درجه سلسیوس قرار داده شد. در 3 گروه دیگر (تیمار­های 1) اسکروتوم به مدت 15 دقیقه در آب 43 درجه سلسیوس قرار داده شد، سپس حیوانات به مدت  15، 30 و 60 روز سرم فیزیولوژی دریافت کردند. در 3 گروه بعدی (تیمارهای 2) نیز پس از القاء شوک حرارتی اسکروتال، پیوگلیتازون به میزان mg/kg20  به مدت 15، 30 و 60 روز تزریق گردید. پس از اتمام دوره آزمایش­، نمونه های بافت بیضه جهت مطالعات پاتولوژی و هیستومورفومتری اخذ گردید. نتایج با استفاده از آزمون تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) و آزمون توکی (Tukey)  مورد تحلیل آماری قرار گرفت و 05/0>p  معنی­دار در نظر گرفته شد. در تیمارهای 1، قطر لوله­های منی­ساز و ضخامت اپی­تلیوم آن در مقایسه با شاهد کاهش معنی­دار ولی ضخامت بافت بینابینی و کپسول بیضه افزایش معنی­داری داشت (05/0>p). در تیمارهای 2، قطر لوله­های منی­ساز در روزهای  15، 30 و 60 و ضخامت اپی­تلیوم­، در روزهای 30 و 60 افزایش معنی­دار داشته و ضخامت بافت بینابینی در روزهای  15، 30 و 60 در مقایسه با تیمارهای 1، کاهش معنی­داری داشت ( 05/0>p). ضخامت کپسول بیضه فقط در روز 60 کاهش معنی­داری داشت (001/0>p). نتایج این مطالعه نشان داد که پیوگلیتازون از اثرات مخرب شوک حرارتی بر بافت بیضه کاسته و باعث بهبود شاخص­های هیستومورفومتری بیضه می­گردد.

کلیدواژه‌ها

شوک حرارتی اسکروتال؛ پیوگلیتازون؛ بیضه موش؛ صحرایی

اصل مقاله

مقدمه

   قرار گرفتن بیضه در معرض گرما هرچند به مدت کوتاه و حتی برای یک بار به اختلال  در روند اسپرماتوژنز منجر می­گردد که ترمیم و بهبودی آن می‌تواند 60-40 روز طول بکشد (Billig and Beumer, 1995). مکانیسم آسیب سلولی که به­دنبال استرس حرارتی در بافت بیضه اتفاق می­افتد، به­صورت کامل بیان نشده است هر چند که، تحقیقات انجام شده نقش موثر اکسیژن رادیکال را در آسیب سلول­های رده اسپرماتوژنز پس از القاء شوک حرارتی نشان داده است (Ikeda et al., 1999). مطالعات اولیه نشان داده‌اند که گرما باعث القاء روند مرگ سلولی در بیضه می‌شود به‌طوری‌ که، مرگ‌ومیر در اسپرماتوسیت‌های اولیه و اسپرماتوگونی‌های میتوتیک قابل مشاهده می­باشد (Lue et al., 1999). در استرس حرارتی فعالیت آنزیم‌های آندونوکلئاز در سلول‌های زایگر، به تقسیمDNA  به زنجیره‌های با وزن ملکولی پایین منجر می‌شود که این شکسته شدن داخل نوکلئوزومی DNA به عنوان شاخص آپوپتوز در سلول‌های زایای بافت بیضه به‌خصوص در اسپرماتوسیت‌های پاکی­تن و اسپرماتیدها قابل مشاهده است (Royer et al., 2004).

   یکی از مکانیسم­های احتمالی تأثیر شوک حرارتی بر سلول­های بافت بیضه به­واسطه تغییر در پروتئین‌هایی موسوم به پروتئین استرس حرارتی (heat shock proteien; HSP) در این سلول­ها می‌باشد. در انواع گونه‌های سلولی، HSP در حالت طبیعی وجود دارد اما، میزان آن تحت شرایط استرس حرارتی به­طور مشخصی افزایش می‌یابد (Sarge and Cullen,1997; Danno et al., 2000). میزان پروتئین‌های استرس حرارتی در مراحل ابتدایی آپوپتوز افزایش قابل ملاحظه­ای نداشته و نقش چندانی در جلوگیری از بروز آپوپتوز ندارند و تنها در مراحل بعدی که شاخص سلول­های آپوپتوتیک بالا می‌رود، Hspها فعال‌تر می‌شوند (Guo et al., 2001). داروهای مختلف با مکانیسم­های متفاوت جهت کاهش اثرات سوء استرس حرارتی بر سلول­های رده اسپرماتوژنز در بافت بیضه مورد استفاده قرار گرفته و در این میان استفاه از آنتی­اکسیدان­ها جهت غلبه بر این اثرات سوء بیشتر مد نظر بوده است (kim et al., 2010).

   داروی پیوگلیتازون جزو طبقه تیازولیدین دیون می­باشد. تیازولیدون‌ها کلاس جدیدی از داروهای خوراکی ضد دیابت هستند که به صورت اولیه باعث کاهش مقاومت به انسولین می‌شوند (Smith, 2001). این داروها به صورت انتخابی و گاهاً نسبی باعث تقویت اثر انسولین بر کربوهیدرات­ها و متابولیسم چربی در بیماران دیابتی می‌شوند (Toshinari et al., 1999). این دارو با کاهش مقاومت سلول­های محیطی و همچنین کبد نسبت به انسولین قند خون را کاهش می دهد (Smith, 2001). داروی پیوگلیتازون بر سلول­های بتای پانکراس موثر است و فعالیت آنها را بهبود بخشیده، همچنین مانع از وقوع آپوپتوز این سلول­ها می­شود (Smith, 2001). تیازولیدون‌ها تمایل بسیار زیادی به لیگاندهای PPAR-γ دارند که عضوی از ابرخانواده گیرنده‌های هسته‌ای است و بروز ژن‌های دخیل در متابولیسم چربی و کربوهیدرات‌های بافت هدف را کنترل می‌کند (Packiavathy and Rmalingam, 2010).

   از اثرات دیگر تیازولیدین­ها که مورد مطالعه واقع شده است، اثرات ضد سرطانی آنها است. گیرنده PPAR-γ که در سلول­های سرطانی کولون، پانکراس، پستان و خون وجود دارد، باعث ایجاد خاصیت ضد توموری در این داروها به ویژه پیوگلیتازون می­شود (Gumieniczek et al., 2008). مطالعات متعددی نشان داده­اند که این داروها علاوه بر توانایی در مهار کارسینوژنز، التهاب و دیس­لیپیدمی، دارای نقش آنتی‌اکسیدانی بسیار قوی هستند و در مواقعی که استرس اکسیداتیو وجود دارد، موثر واقع می‌شوند (Ferwana et al., 2013). مکانیسم‌های زیادی در توصیف اثرات آنتی‌اکسیدانی تیازولیدون‌ها مطرح شده است که مهم‌ترین آنها تعدیل بیان تحت واحد­های NADPH اکسیداز، افزایش تولید سوپراکسید دیسموتاز و مهار مسیر سیگنال‌های فاکتور هسته­ای بتا (NF- KB) و پروتئین کیناز فعال شده میتوژن (MAPKs) می‌باشد (Gumieniczek et al., 2008).

   با توجه به اثرات مفید داروی پیوگلیتازون به­خصوص اثرات انتی اکسیدانی آن، در مطالعه حاضر تاثیر مصرف دارو بر افزایش بقای سلول‌های ژرمینال و هم‌چنین تاثیر آن بر تخفیف التهاب و کاهش زمان بهبودی آسیب‌ بیضه متعاقب القا شوک حرارتی در موش صحرایی مورد بررسی قرار گرفت.

 

مواد و روش‌ها

   این مطالعه تجربی آزمایشگاهی، در زمستان سال 1393 در مرکز تحقیقات دانشگاه آزاد اسلامی تبریز انجام شد. تعداد 54 سر موش صحرایی نر با محدوده سنی 8 هفته و با وزن تقریبی 250 گرم از مرکز تحقیقات رازی خریداری شد. تمامی موش‌ها در شرایط غذایی و مکانی استاندارد واقع شده و تحت چرخه 12 ساعت روشنایی و 12 ساعت تاریکی و دمای حدود 2±22 درجه سلسیوس قرار گرفتند. سپس موش‌ها به صورت تصادفی به 9 گروه 6 تایی تقسیم شدند. در گروه­های اول، دوم و سوم به­عنوان شاهد اسکروتوم و اندام خلفی در بن­ماری با درجه حرارت 23 درجه سلسیوس به مدت 15 دقیقه قرار داده شد، سپس به ترتیب 15، 30 و 60 روز به حیوانات سالین نرمال تجویز گردید. در گروه­های چهارم، پنجم و ششم به­عنوان تیمار 1، پس از القاء شوک حرارتی، سالین نرمال به صورت داخل صفاقی به ترتیب 15، 30 و 60 روز تجویز شد. در گروه­های هفتم، هشتم و نهم به­عنوان تیمار 2، پس از القاء شوک حرارتی، داروی پیوگلیتازون با دوز 20 میلی‌گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن  (Meistrich et al., 2003) و به ترتیب 15، 30 و 60 روز تجویز شد. برای ایجاد شوک حرارتی، موش‌ها با استفاده از زایلازین به میزان 10 میلی‌گرم به­ازای هر کیلوگرم وزن بدن و کتامین به میزان 100 میلی‌گرم به‌ازای هر کیلوگرم وزن بدن بیهوش شدند (Mazzone et al., 2007). اسکروتوم و اندام حرکتی خلفی موش­ها برای ایجاد شوک حرارتی به مدت 15 دقیقه در بن­ماری 43 درجه سلسیوس غوطه‌ور شدند (Abshenas et al., 2011). پس از اتمام دوره، حیوانات آسان­کشی شده و نمونه های بیضه جهت تهیه مقاطع بافتی به  فرمالین بافر 10 درصد منتقل گردید. با استفاده از شیوه­های رایج پاساژ بافتی، مقاطعی با ضخامت 5 میکرون و رنگ‌آمیزی معمول هماتوکسیلین–ائوزین، تهیه و  مورد مطالعه هیستومورفومتری قرار گرفت.

   برای انجام هیستومورفومتری بیضه، از عدسی چشمی مدرج ×10 میکروسکوب مدل نیکون استفاده شد. این عدسی از 10 قسمت بزرگ که هر کدام خود به ده قسمت کوچکتر تقسیم گردیده، تشکیل شده است. به‌وسیله این عدسی می‌توان قسمت‌های مورد نظر را اندازه‌گیری نمود. سپس عدد حاصله در ضرائب مخصوصی که برای هر عدسی شیئی مورد استفاده متفاوت می‌باشد، ضرب گردیده و اندازه نهایی برحسب میکرومتر محاسبه می‌گردد.

   در مورفومتری بافت بیضه فاکتورهایی نظیر قطر لوله‌های منی‌ساز، ضخامت اپی­تلیوم لوله‌های منی‌ساز، ضخامت بافت بینابینی و ضخامت کپسول همبند در سه ناحیه متفاوت به صورت تصادفی در گروه‌های مختلف اندازه‌گیری و باهم مقایسه گردید (صفوی و همکاران، 1387)

   تحلیل آماری داده­ها: نتایج با استفاده از روش آماری تحلیل واریانس یک‌طرفه (ANOVA) و آزمون تعقیبی توکی (Tukey) مورد بررسی قرار گرفته و p کمتر از 05/0 معنی‌دار در نظر گرفته شد.

 

یافته­ها

   اندازه­ قطر لوله­های منی­ساز در گروه­های شاهد در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 47/9±13/285، 63/10±27/282 و 07/11±13/290 میکرومتر بود که در مقایسه بین روزهای مختلف تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (نمودار 1، شکل 1).

   قطر لوله­های منی­ساز در گروه­های تیمار 1، در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 59/13±87/279، 04/12±08/160 و 44/9±19/198 میکرومتر بود. در مقایسه روز 30 با روز 15 کاهش معنی­داری (001/0>p) در قطر لوله­های منی­ساز دیده شد و در مقایسه روز 60 با روز 30 افزایش معنی­داری (05/0>p) مشاهده شد (نمودار 1، شکل‌های 2 و 4).

   قطر لوله­های منی­ساز در گروه­های تیمار 2، در روزهای 15، 30 و 60 پس از مصرف دارو به ترتیب برابر 04/9±71/297، 89/10±69/228 و 38/13±30/261 میکرومتر بود. در مقایسه روز 30 با روز 15 کاهش معنی­داری (001/0>p)  در قطر لوله­های منی­ساز دیده شد و در مقایسه روز 60 با روز 30، افزایش معنی­داری (05/0>p) مشاهده گردید (نمودار 1، شکل­های 3 و 5).

   در مقایسه بین گروهی نیز در روز 15 پس از القاء شوک حرارتی، تفاوت معنی­داری بین گروه­های مورد مطالعه وجود نداشت. در روزهای 30 و 60 پس از القاء شوک حرارتی، افزایش معنی­داری (001/0>p) در قطر لوله­های منی‌ساز در گروه­های تیمار 2 در مقایسه  با گروه­های تیمار 1 وجود داشت و در مقایسه بین گروه‌های تیمار 2 با شاهد نیز افزایش معنی­داری (001/0>p)  در قطر لوله­های منی­ساز مشاهده شد (نمودار 1).

   ضخامت اپی­تلیوم لوله­های­ منی­ساز در گروه­های شاهد در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 97/1±35/94، 65/1±84/93 و 12/2±88/95 میکرومتر بود که در مقایسه بین روزهای مختلف تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد (نمودار 2).

   ضخامت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز در گروه­های تیمار 1، در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 28/3±21/87، 04/5±65/73 و 41/2±07/93 میکرومتر بود. در مقایسه روز 30 با روز 15 کاهش معنی­داری (05/0>p) در ضخامت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز دیده شد و در مقایسه روز 60 با روز 30، افزایش معنی­داری ( 01/0>p ) مشاهده گردید (نمودار 2).

   ضخامت اپی­تلیوم  لوله­های منی­ساز در گروه­های تیمار 2، در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 26/2±99/82، 71/2±41/24 و 29/5±76/51 میکرومتر بود. در مقایسه روز 30 با روز 15 کاهش معنی­داری (001/0>p) در ضخامت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز دیده شد و در مقایسه روز 60 با روز 30، افزایش معنی­داری ( 01/0>p) مشاهده گردید (نمودار 2).

   در مقایسه بین گروهی نیز در روز 15 پس از القاء شوک حرارتی، تفاوت معنی­داری بین گروه­های تیمار 1 و تیمار 2 وجود نداشت. همچنین، تفاوت معنی­داری بین گروه تیمار 2 با گروه شاهد برآورد نگردید، ولی ضخامت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز در گروه تیمار 1 در مقایسه با گروه شاهد کاهش معنی­داری (01/0>p) را نشان داد. در روزهای 30 و 60 پس از القاء شوک حرارتی، افزایش معنی­داری (001/0>p) در ضخامت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز در گروه­های تیمار 2 در مقایسه با گروه­های تیمار 1 وجود داشت. در مقایسه بین گروه­های تیمار 2 با گروه­های شاهد نیز افزایش معنی‌داری (001/0>p) در ضخامت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز مشاهده  شد (نمودار 2).

   ضخامت بافت بینابینی در گروه­های شاهد در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 65/1±79/14، 06/1±26/13 و 09/1±77/13 میکرومتر بود که در مقایسه بین روزهای مختلف تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (نمودار 3).

   ضخامت بافت بینابینی در گروه­های تیمار 1، در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 19/1±91/20، 91/1±23/37 و 58/1±72/36 میکرومتر بود. در مقایسه روزهای  30 و 60 با روز 15 افزایش معنی­داری (01/0>p) در ضخامت بافت بینابینی دیده شد ولی در مقایسه روز 60 با روز 30، تفاوت معنی­داری دیده نشد (نمودار 3).

   ضخامت بافت بینابینی در گروه­های تیمار 2، در روزهای 15، 30 و 60 پس از مصرف دارو به ترتیب برابر 42/1±30/15، 63/1±14/20 و 65/1±44/22 میکرومتر بود. در مقایسه روز 30 با روز 15 افزایش معنی­داری (05/0>p) در ضخامت بافت بینابینی دیده شد، ولی در مقایسه روز 60 با روز 30، تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد (نمودار 3).

   در مقایسه بین گروهی نیز در روز 15 پس از القاء شوک حرارتی، کاهش معنی­داری (01/0>p) در ضخامت بافت بینابینی در گروه­های تیمار 2 در مقایسه با تیمار 1 وجود داشت. تفاوت معنی­داری بین گروه­های تیمار 2 با گروه شاهد مشاهده نشد، ولی ضخامت بافت بینابینی در گروه­های تیمار 1 در مقایسه با گروه شاهد افزایش معنی­داری (01/0>p) را نشان داد. در روزهای 30 و 60 پس از القاء شوک حرارتی، کاهش معنی­داری (001/0>p) در ضخامت بافت بینابینی در گروه­های تیمار 2 در مقایسه با گروه­های تیمار 1 وجود داشت. در مقایسه بین گروه­های تیمار 2 با گروه­های شاهد نیز تفاوت معنی­دار (001/0>p) مشاهده شد. همچنین، در مقایسه گروه­های تیمار 1 با گروه­های شاهد در روزهای 30 و 60، افزایش معنی­داری (05/0>p) در ضخامت بافت بینابینی دیده شد (نمودار 3).

   ضخامت کپسول بیضه در گروه­های شاهد در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 30/1±29/40، 27/1±52/39 و 34/1± 54/40 میکرومتر بود که در مقایسه بین روزهای مختلف تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (نمودار 4).

   ضخامت کپسول بیضه در گروه­های تیمار 1، در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 46/1±39/40، 08/4±73/62 و 64/2±55/66 میکرومتر بود. در مقایسه روزهای 30 و 60 با روز 15 افزایش معنی­داری (01/0>p) در ضخامت کپسول دیده شد ولی در مقایسه روز 60 با روز 30، تفاوت معنی­داری دیده نشد (نمودار 4).

   ضخامت کپسول بیضه در گروه­های تیمار 2 در روزهای 15، 30 و 60 به ترتیب برابر 57/1±80/40، 92/2±22/62 و 26/2±70/48 میکرومتر بود. در مقایسه روز 30 با روز 15 افزایش معنی­داری (01/0>p) در ضخامت کپسول بیضه دیده شد، ولی در مقایسه روز 60 با روز 30، کاهش معنی­داری (01/0>p) در ضخامت کپسول بیضه مشاهده شد (نمودار 4).

   در مقایسه بین گروهی نیز در روزهای 15 پس از القاء شوک حرارتی، تفاوت معنی­داری بین گروه­های تیمار 1 و تیمار 2 وجود نداشت. همچنین، تفاوت معنی­داری بین گروه­های تیمار 2 و تیمار 1 با گروه شاهد برآورد نشد. در روز 30 پس از القاء شوک حرارتی، تفاوت معنی­داری در ضخامت کپسول بیضه در گروه­های تیمار 2 در مقایسه با تیمار 1 وجود نداشت. در مقایسه بین گروه­های تیمار 1 و تیمار 2 با گروه شاهد افزایش معنی­داری (05/0>p) مشاهده شد. در مقایسه گروه­های تیمار 2 با تیمار 1 در روز 60 پس از القاء شوک حرارتی، کاهش معنی­داری (01/0>p) در ضخامت کپسول بیضه مشاهده شد. در مقایسه گروه­های تیمار 2 و تیمار 1 با شاهد نیز افزایش معنی­داری (05/0>p) در ضخامت کپسول بیضه دیده شد (نمودار 4).

 

 

 

شکل 1- مقطع بافت بیضه در گروه شاهد. قطر لوله­های منی­ساز، ضخامت اپی­تلیوم لوله­ها و مقدار بافت همبند بینابینی طبیعی است (رنگ­آمیزی هماتوکسیلین-­ائوزین، درشت­نمایی ×100).

 

شکل 2- مقطع بافت بیضه از گروه تیمار 1 در روز 30 پس از شوک حرارتی. کاهش محسوسی در ضخامت اپی­تلیوم تعدادی از لوله­های منی­ساز مشاهده می­شود. همچنین افزایش بافت همبند بینابینی نیز قابل ملاحظه است (رنگ­آمیزی هماتوکسیلین-ائوزین، درشت­نمایی ×100).

 

 

شکل 3 - مقطع بافت بیضه از گروه تیمار 2 در روز 30 پس از شوک حرارتی. ترمیم و افزایش ضخامت بافت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز مشخص بوده و کاهش بافت بینابینی و افزایش قطر لوله­ها  نیز دیده می­شود (رنگ­آمیزی هماتوکسیلین-ائوزین، درشت­نمایی ×100).

 

 

شکل 4- مقطع بافت بیضه از گروه تیمار 1 در روز 60 پس از شوک حرارتی. ترمیم جزعی در بافت اپی­تلیوم لوله­های منی­ساز و افزایش قطر لوله­ها در مقایسه با روز 30 دیده می­شود (رنگ­آمیزی هماتوکسیلین-ائوزین، درشت­نمایی ×100).

 

 

شکل 5 – مقطع بافت بیضه از گروه تیمار 2 در روز 60 پس از شوک حرارتی.  افزایش قطر لوله­های منی­ساز و ضخامت اپی­تلیوم لوله­ها و همچنین کاهش بافت بینابینی محسوس است (رنگ­آمیزی هماتوکسیلین-ائوزین، درشت­نمایی ×100).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

نمودار 1- میانگین قطر لوله­های منی­ساز (میکرومتر)

 

 

نمودار 2- میانگین ضخامت اپی‌تلیوم لوله‌های منی ساز (میکرومتر)

 

 

نمودار  3- میانگین ضخامت بافت بینابینی  (میکرومتر)

 

 

نمودار 4- میانگین ضخامت  کپسول بیضه  (میکرومتر)

 

بحث و نتیجه­گیری

   گزارشات قبلی نشام می­دهد که القاء شوک حرارتی هرچند به مدت کوتاه، باعث تغییرات پاتولوژیک در بافت بیضه شده و موجب اختلال در روند اسپرماتوژنز می­گردد (Meistrich et al., 2003).

   در مطالعه حاضر مشخص گردید پس از ایجاد شوک حرارتی به مدت 15 دقیقه و با دمای 43 درجه سلسیوس، تغییرات مشخصی در فاکتورهای هیستومورفومتری بیضه ایجاد می­شود. در مطالعه انجام شده توسط عمواوغلی تبریزی و خاکپور در سال 1393 مشخص گردید که ایجاد شوک حرارتی در بیضه موش باعث کاهش معنی­دار قطر لوله­های منی­ساز و کاهش درصد اسپرماتوژنز در مقایسه با گروه شاهد گردید (عمواوغلی تبریزی و خاکپور، 1393).

   نشان داده شده است که به­دنبال افزایش دما در بیضه، اسپرماتوسیت­های مرحله پاکی­تن و اسپرماتیدهای اولیه سریعاً واکنش نشان داده و آسیب می­بیند (Setchell et al., 2001). مطالعات صورت گرفته در سال­های اخیر، وقوع مرگ برنامه‌ریزی شده سلول یا آپوپتوز در سلول­های زایای بافت بیضه پس از قرار گرفتن در درجه حرارت بالا در محوطه بطنی را مشخص کرده است (Shikone and   Biling, 1994).

   در استرس حرارتی، فعالیت آنزیم­های آندونوکلئاز منجر به تقسیم DNA  در سلول­های زایگر، به زنجیره‌های با وزن ملکولی پایین می‌شود که این شکسته شدن داخل نوکلئوزومی DNA به­عنوان شاخص آپوپتوز در سلول­های زایای بافت بیضه به خصوص در اسپرماتوسیت­های پاکی­تن و اسپرماتیدها قابل مشاهده است (Billig and Beumer, 1995 ; Royer et al., 2004).

   یکی از مکانیسم­های احتمالی تأثیر شوک حرارتی بر سلول­های بافت بیضه تغییر در پروتئین‌هایی موسوم به پروتئین استرس حرارتی (heat shock proteien) در این سلول­ها می‌باشد. در انواع گونه‌های سلولی  hspدر شرایط طبیعی وجود دارد اما میزان آن تحت شرایط استرس حرارتی به طور مشخصی افزایش می‌یابد (Sarge and Cullen, 1997; Danno et al., 2000). پروتئین‌های استرس حرارتی از دناتوره شدن پروتئین‌ها و تجمع آن در سلول­هایی که در معرض تغییراتی همچون درجه حرارت بالا، واسطه‌های التهابی یا عفونت قرار می‌گیرند، جلوگیری می‌کند (Sarge and Cullen, 1997). با افزایش حرارت در بافت بیضه به دنبال کریپتورکیدیسم میزان پراکسیداسیون چربی در سلول­های زایا افزایش می‌یابد و علاوه بر آن فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدان نیز دچار اختلال می‌شود (Ikeda et al., 1999). نتایج بررسی­ها مؤید آن است که استرس اکسیداتیو ممکن است نقش مهمی در القاء آپوپتوز تحت شرایط استرس حرارتی داشته باشد (Buttke and Sandstrom, 1994).

   آنزیم­های آنتی­اکسیدان از جمله کاتالاز با بی­اثر کردن H₂O₂ یک اثر محافظتی مشخصی در برابر آپوپتوز ناشی از استرس حرارتی یا اکسیداتیو ایجاد می‌کند. مسیر داخل سلولی القاء آپوپتوز توسط H₂O₂ چندان مشخص نیست. سمیت سلولی H₂O₂ به نظر می‌رسد با رادیکال­های هیدروکسیل بسیار فعال آن مرتبط باشد. از سایر رادیکال­های آزاد که ممکن است در آپوپتوز نقش داشته باشند، پراکسی نیتریت می‌باشد که در اثر تعامل بین نیتریک اکسید (NO) و سوپراکسید تولید می‌شود و اخیراً مشخص شده در القاء آپوپتوز نقش مهمی دارد. سنتز NO در سلول­های زایای طبیعی قابل تشخیص نبوده ولی در سلول­های زایای آپوپتوتیک در بیضه انسان تشخیص داده شده است (Kumagai and Kodama, 2002).

   تحقیقات نشان داده است استرس حرارتی میزان پراکسیداسیون لیپیدی بافت بیضه را افزایش داده و فعالیت آنتی‌اکسیدانی آنزیم­های سوپراکسید دیسموتاز، کاتالاز و گلوتاتیون پراکسیداز را کاهش می­دهد (عمواوغلی تبریزی و خاکپور، 1393).

   در تحقیق حاضر، تاثیر داروی پیوگلیتازون پس از ایجاد شوک حرارتی در بافت بیضه مورد بررسی قرار گرفت. بررسی نتایج حاصل از اندازه­گیری شاخص­های هیستومورفومتری در گروه­های تحت درمان با داروی پیوگلیتازون نشان می­دهد داروی پیوگلیتازون باعث بهبود شاخص­های هیستومورفومتری بیضه پس از ایجاد شوک حرارتی می­شود.

   باتوجه به اینکه شوک حرارتی در بافت بیضه موجب بروز استرس اکسیداتیو و ظهور رادیکال­های آزاد در بافت بیضه می­گردد (Ikeda et al., 1999)، به­نظر می‌رسد اثرات آنتی­اکسیدانی داروی پیوگلیتازون (Gumieniczek et al., 2008)، از علل بهبود قابل توجه بافت بیضه به­دنبال القاء شوک حرارتی می­باشد. نتایج حاصل از تحقیقات مختلف نیز موید اثرات آنتی­اکسیدانی پیوگلیتازون و اثرات محافظتی و درمانی آن در استرس­های اکسیداتیو می­باشد. طی تحقیقی مشخص گردیده است که مصرف پیوگلیتازون در خرگوش­های دیابتی شده توسط آلوکسان، موجب ایجاد اثرات آنتی‌اکسیدانی در بافت بیضه می­گردد (Gumieniczek et al., 2008). پیوگلیتازون نقش مهمی را در تولید و دوام اثر آنزیم‌های آنتی­­اکسیدانی و کاهش تشکیل رادیکال‌های آزاد اکسیژن بر عهده دارد (Packiavathy and Rmalingam, 2010). فعال شدن PPAR-γ از رخداد التهاب و فعال شدن NADPH جلوگیری می­کند (Ajit et al., 2010).

   در طول ایسکمی و به­خصوص متعاقب ریپرفیوژن، تولید رادیکال­های آزاد بیشتر از سیستم آنتی­اکسیدانی آندوژن فعال می­شود و رادیکال­های آزاد باعث تقویت پراکسیداسیون چربی خواهد شد. در طول ایسکمی مقدار زیادی رادیکال آزاد اکسیژن، فاکتور یک آندوتلیالی و فاکتور نکروزدهنده توموری آلفا (α-TNF) تولید و آزاد می­شوند که همه آنها باعث آسیب متنوع عروقی می­شوند. پیوگلیتازون می تواند با کاهش اثرات α-TNF و سایر رادیکال­های آزاد اکسیژن از اثرات آسیب­زای ایسکمی و ریپرفیوژن بکاهد (Jagdish and Nehal, 2011).

   باتوجه به مجموعه فوق، استفاده از داروی پیوگلیتازون در موارد آسیب­ بافت بیضه به­دنبال شوک حرارتی پیشنهاد می­گردد. تعیین اثرات جانبی مصرف دراز مدت این دارو و بررسی اثرات محافظتی آن با دوزهای مختلف در شوک­های حرارتی نیازمند مطالعات آتی می­باشد.

مراجع

• صفوی، ا.، شهروز، ر.، صدرخانلو، ر. و صراف زاده، ف. ( 1387). مطالعه هیستومورفومتری بیضه در کرپیتورکیدیسم تجربی یک­طرفه در موش صحرایی بالغ. مجله دامپزشکی ایران، دوره 4، شماره 1، بهار 87، صفحات: 65-57.
• عمواوغلی تبریزی ، ب. و خاکپور، م. (1393). مطالعه اثرات محافظتی عصاره ریزوم زنجبیل بر آسیب ناشی از استرس گرما در بیضه موش. مجله آسیب شناسی درمانگاهی دامپزشکی، دوره 7، شماره 3 ، صفحات: 192-183.
  • Abshenas, J., Babaei, H., Zare, M.H., Allahbakhshi, A. and Sharififar F. (2011). The effects of green tea (Camellia sinensis) extract on mouse semen quality after scrotal heat stress. Veterinary Research Forum, 2(4): 242-247.
  • Ajit, V.Gopabandhu, J. and Poduri, R. (2010). Pioglitazone attenuates prostatic enlargement in diet-induced insulin-resistant rats by altering lipid distribution and hyperinsulinaemia. British Journal of Pharmacology, 161(8): 1708-1721.
  • Billig, H. and Beumer, T. (1995). Apoptosis in testis germ cells: developmental changes in gonadotropin dependence and localization to selective tubule stage. Endocrinology, 136: 5- 12
  • Buttke, T. and Sandstrom, P. (1994). Oxidativ stress as mediator of apoptosis. Immunology Today, 15: 7- 70
  • Danno, S., Itoh, K. and Matsuda, T. (2000). Decreased expression of mouse Rbm 3, a cold–shock Protein, in sertoli cells of cryptorchid testis. American Journal of Pathology, 156(5): 1685-1692
  • Ferwana, M., Firwana, B., Hasan, R., Al-Mallah, M., Kim, S., Montori V., et al. (2013). Pioglitazone and risk of bladder cancer: a meta-analysis of controlled studies. Journal of the British Diabetic Association, 30(9): 1026-1032.
  • Gumieniczek, A., Hopkała, H. and Zabek, A. (2008). Protective effects of a PPAR gamma agonist pioglitazone on anti-oxidative system in testis of diabetic rabbits, Die Pharmazie, 63(5): 377-378.
  • Guo, C., Zhou, x. and Liu, Y. (2001). Expression of HSP 70-2 gene during Germ cell. Molecular and Cellular Biology, 8: 3260- 3266.
  • Ikeda, M., Kodama, H. and Fududa, J. (1999). Role of radical oxygen species in the rat testicular germ cell apoptosis induced by heat stress. Biology of Reproduction, 61: 393-399.
  • Jagdish, K. and Nehal, S. (2011). Comparison effect of Pioglitazone and Glimepiride alone on renal function marker in experimentally induced renal damage in diabetic rats. Journal of Applied Pharmaceutical Science, 1(3): 72-76.
  • Kim, Y., Kim, G., Shin, J., Kim, K. and Lim, J. (2010). Effect of Korea red ginseng on testicular tissue injury after testicular torsion and detorsion. Korean Journal of Urology, 51(11):794-799.
  • Kumagai, A., Fukuda, J., and Kodama, H. (2000). Germ cell- specific heat shock protein105 binds to P53 in a temperature – sensitive manner in rat testis. European Journal of Biochemistry, 267: 3073-3078.
  • Lue, Y., Hikim, A., Swerdloff, R. and Taing, K. (1999). Single exposure to heat induces stage – specific germ cell apoptosis in rat. Endocrinology, 140: 1709-1717.
  • Mazzone, T. (2007). Effect of pioglitazone compared with glimepride on carotid intima-media thickness in type 2. US Cardiology, 4(1): 25-30.
  • Meistrich, M., Wilson, G. and Porter, K. (2003). Restoration of spermatogenesis in DBCP – treated rats by hormone suppression. Toxicological Sciences, 76(2): 418-426.
  • Packiavathy, A. and Rmalingam, M. (2010). Effect of pioglitazone on inflammatory mediators in type 2 diabet. International Journal of Applied Biology and Pharmaceutical Technology, 1(3): 869-872.
  • Royere, D., Guerif, F. and Laurent, V. (2004). Apoptosis in testicular germ cell. International Congress Series, 1266: 170-176.
  • Sarge, K. and Cullen, K. (1997). Regulation of hsp expression during rodent spermatogenesis. Cellular and Molecular Life Sciences, 53: 191-197.
  • Setchell, B., Ploen, L. and Ritzen, E. (2001). Reduction of long term effects of local heating of the testis by treatment of rats with a GnRH agonist and an antiandrogen. Reproduction, 122: 255-263.
  • Shikone, T. and Billing, H. (1994). Experimentally induced cryptorchidism increases apoptosis in rat testis. Biology of Reproduction, 51: 866-872.
  • Smith, U. (2001). Pioglitazone: mechanism of action. International journal of clinical practice. Supplement Sep., 121: 8-13.
  • Toshinari, T., Hitoshi, A., Yukihiro, N., Haruhisa, Y., Erika, N. and Kenichi, K. (1999). Pioglitazone prevents mice from multiple low-dose streptozotocin induced insulitis and diabetes. Diabetes Research and Clinical Practice, 44(2): 107-114.