اثرات پیشگیرانه سترورلیکس بر تغییرات ایجاد شده توسط سیسپلاتین بر سلول‌های اسپرماتوژنیک، میوئید و بازال لامینای مجاری سمینی‌فر در بیضه موش نژاد Balb/C

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 1، دوره 6، 4 (24) زمستان، اسفند 1391، صفحه 1665-1674   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسندگان

داریوش محمد نژاد^{* 1}؛ جعفر سلیمانی راد²؛ آمنه محمدی روشنده³

¹مرکز تحقیقات کار بردی دارویی، استادیار دانشگاه علوم پزشکی تبریز، تبریز، ایران

²گروه علوم تشریح، دانشکده پزشکی، استاد دانشگاه علوم پزشکی تبریز، تبریز، ایران

³گروه علوم تشریح، دانشکده پزشکی، استادیار دانشگاه علوم پزشکی همدان، همدان، ایران

چکیده

سیسپلاتین به­عنوان یک داروی موثر در شیمی­درمانی می­تواند اثرات سوء در اسپرماتوژنز داشته باشد. از طرف دیگر اسپرماتوژنز تحت تاثیر هورمون­های گنادوتروپین (LH وFSH) می­باشد. به­نظر می­رسد، موقع شیمی­درمانی بتوان با سرکوب ترشح LH  و FSH موجب توقف اسپرماتوژنز گردید و به این ترتیب این سلول­ها را در برابر اثرات سوء سیسپلاتین حفظ کرد. سترورلیکس (آنتاگونیستGnRH ) برای توقف ترشح گنادوتروپین­ها مورد استفاده قرار می­گیرد. در این تحقیق سعی شده است توانایی داروی سترورلیکس در مهار اثرات سوء سیسپلاتین  بر اپیتلیوم لایه ژرمینال بیضه بررسی گردد. در این مطالعه 30  سر موش نر بالغ 8-6 هفته­ای Balb/C به­طور تصادفی به 3 گروه 10تایی تقسیم شدند. گروه 1 به عنوان شاهد سالم در نظر گرفته شد و هیچ دارویی دریافت نکرد. گروه آزمایش 1 سیسپلاتین را روزانه به مقدار bw/ mg/kg5/2 به­صورت داخل صفاقی به مدت 5 روز دریافت کرد. در گروه آزمایش 2 تزریق سترورلیکس هفته­ای سه بار به­صورت زیر جلدی هر بار به میزان mg/kg/bw 25/0 انجام شد که یک هفته قبل از تزریق سیسپلاتین شروع و در هفته­های دوم (همراه با سیسپلاتین) و سوم نیز ادامه یافت. بعد ازگذشت 35 روز از آخرین تزریق از بیضه­ها برای مطالعه هیستولوژی، هیستوشیمی و میکروسکوپ الکترونی نمونه­برداری شد. نتایج توسط آزمون آنالیز واریانس یک­طرفه و آزمون تعقیبی توکی مورد تحلیل آماری قرار گرفتند. نتایج هیستولوژی نشان داد که در گروه دریافت کننده سیسپلاتین هسته سلول­های اسپرماتوگونی متراکم­تر و قطر لوله­های سمینی­فر نسبت به گروه شاهد کاهش یافته است و در برخی از لوله­ها فقط سلول­های سرتولی مشاهده می­شدند. مطالعه هیستوشیمیایی این گروه نشان داد که تعداد سلول­های آپوپتوتیک در این گروه افزایش یافته است. مطالعه با میکروسکوپ الکترونی نیز نشان­دهنده غشاء پایه موجی شکل و نامنظم لوله­های سمینی­فر به همراه سلول­های میوئید ضخیم و در حال انقباض بود. در گروه آزمایش 2 سترورلیکس تا حدود زیادی اثرات سوء سیس­پلاتین را مهار کرده بود. نتایج این مطالعه نشان داد تزریق سترورلیکس همراه با سیسپلاتین سلول­های اسپرماتوژنیک را از اثرات سوء سیس­پلاتین حفاظت می­کند.

کلیدواژه‌ها

سیسپلاتین؛ سترورلیکس؛ اسپرماتوژنز؛ سلول میوئید؛ بازال لامینا

اصل مقاله

مقدمه    

    اختلال در تولید اسپرم و آسیب در روند اسپرماتوژنز از
شایع­ترین علل ناباروری مردان به شمار می­رود. از جمله عواملی که موجب اختلال در اسپرماتوژنز می­گردد، داروهای مورد استفاده در شیمی درمانی هستند. این داروها در از بین بردن سلول­های سرطانی که سریعاً تقسیم می­­شوند، بسیار موثر
می­باشند ولی متاسفانه این داروها توانایی تشخیص تقسیم در سلول­های سالم و سرطانی را ندارند لذا وقتی که مورد استفاده قرار می­گیرند علاوه بر سلول­های سرطانی، سلول­های سالم بدن که سرعت تقسیم بالایی دارند، از جمله اسپرماتوژنز را هم مورد هدف قرار می دهند (2008 Nejad,). اسپرماتوژنز تحت تأثیر عوامل مختلفی از جمله رادیوتراپی و شیمی­درمانی قرار دارد. یکی از داروهایی که در درمان انواع مختلفی از تومورها استفاده می­شود، سیسپلاتین می­باشد. سیسپلاتین  از جمله داروهای شیمی درمانی موثر در درمان  بسیاری از تومورهایی همچون سرطان بیضه، تخمدان، ریه، مثانه و لنفوم­ها می­باشد. این دارو الکیله کننده نیست اما خاصیت الکیله­کنندگی دارد و موجب تغییرات بیوشیمیایی و بافتی  در بیضه از جمله اپیتلوم  ژرمینال می­گردد (Thohda et al., 2001; Meistrich et al., 1998; Spermon et al., 2006; Helm and States, 2009; Kazumasa et al., 2002; Seaman et al., 2003; Velasquez et al., 1988; Sawhney et al., 2005; Aminsharifi et al., 2010  ).

Turk و همکاران در سال 2007 نشان دادند که سیسپلاتین موجب کاهش وزن بیضه ،اپیدیدیم و وزیکول سمینال در موش­های صحرایی می­شود (Turk et al., 2007). در مورد نحوه آسیب رساندن این داروها بر روند اسپرماتوژنز مکانیسم­های گوناگونی مطرح شده که از جمله مهمترین آنها آپوپتوز و شکست زنجیره DNA است (Bar-Shira et al., 2004). آپوپتوز مرگ برنامه­ریزی شده سلولی می­باشد که در سلول­ها و بافت­های مختلف بدن، هم در زندگی جنینی و هم بعد از تولد انجام می­گیرد (Roberts, 2000). مطالعات متعدد  نشان داده است که از بین رفتن سلول­ها به دنبال شیمی درمانی در اثر القاء آپوپتوز انجام می­گیرد (Kasper et al., 2005; Bibin et al., 2004; Bakalska et al., 2004; Habermehl et al., 2006; Hou et al., 2005). Koberle و همکارانش نیز در سال 2010 نشان دادند که پدیده اتصال متقاطع بین رشته­ای (Interstrand cross linked) مهمترین عامل سیتوتوکسیک است که به­وسیله سیسپلاتین القاء می شود (Koberle et al., 2010).

Seaman در سال 2013 نشان داد که اثرات سمی سیسپلاتین از طریق القاء آسیب سلول­های سرتولی ایجاد می­شود که در نهایت موجب آسیب سلول­های جنسی می­گردد (Seaman et al., 2003). با وجود استفاده وسیع از سیسپلاتین  در شیمی درمانی، در مورد چگونگی حفظ اسپرماتوژنز از اثرات سوء آن مطالعات اندکی وجود دارد و بدیهی است که روش­های پیشگیری از اثرات سیتوتوکسیک سیسپلاتین بر باروری و حفظ عملکرد گنادها پس از شیمی درمانی در مردان و زنان به­ویژه در سنین باروری بسیار ضروری است .

برای اولین بارGlode  و همکارانش در سال 1981 بیان داشتند که می­توان در موقع شیمی­درمانی با اختلال در محور هیپوتالاموس– هیپوفیزی،LH  وSH  را کاهش داد و با این عمل موجب بهبودی اسپرماتوژنز بعد از قطع شیمی­درمانی شد (Glode et al., 1981). برای مهار محور هیپوتالاموس-هیپوفیزی روش­های مختلفی وجود دارد از جمله، استفاده از آنالوگ­ها و یا آنتاگونیست­های GnRH  (Spermon et al., 2006; Aminsharifi et al., 2010; Behre et al., 1992; Meistrich et al., 2001; Meistrich et al., 1995; Howell and Shalet, 2005 ). از آنتاگونیست­های GnRH که امروزه کاربرد وسیع دارد، سترورلیکس را می­توان نام برد. این دارو یک دکاپپتید می­باشد که با مهار ترشح   LH وFSH از طریق تاثیر بر هیپوفیز تقسیم اسپرماتوگونی­ها را متوقف کرده و در نهایت موجب حفاظت سلول­های بنیادی بیضه در برابر اثرات سوء داروهای مورد استفاده در شیمی درمانی می­شود چرا که این داروها به سلول­هایی که دارای تقسیمات سریع هستند، مانند اسپرماتوگونی­ها، آسیب می­رسانند (Cook et al., 2000; Tevor et al., 2002; Anderson et al., 2002; Grundker et al., 2004).

علی­رغم مورد توجه قرار گرفتن آنتاگونیست­های گنادوتروپین در کاهش اثرات مخرب داروهای ضد سرطان اطلاعات کمی در مورد اثرات ترمیمی آنها در آسیب­های ایجاد شده توسط سیسپلاتین وجود دارد. در این مطالعه سعی شده است اثرات حمایتی سترورلیکس به عنوان آنتاگونیست GnRH در مهار تخریب سلول­های بنیادی بیضه توسط سیسپلاتین، به­ویژه در سطح فراساختاری مورد بررسی قرار گیرد.

مواد و روش­ها

    در این مطالعه از 30 سر موش نر نژاد  balb/c   با محدوده سنی 8-6 هفته و میانگین وزنی  2±29 گرم که از انستیتو پاستور کرج خریداری شده بود، استفاده گردید. این موش­ها در شرایط استاندارد و دمای حدود 22 درجه سانتی­گراد و تحت شرایط یکسان چرخه نوری دوازده ساعت روشنایی و دوازده ساعت تاریکی و با دسترسی آزاد به آب و غذا نگه داری
می­شدند. کلیه مراحل آزمایش تحت نظر کمیته نظات بر حقوق حیوانات آزمایشگاهی مرکز تحقیقات کار بردی دارویی، دانشگاه علوم پزشکی تبریز انجام گرفت. داروی سیس­پلاتین از شرکت Eber و داروی سترورلیکس از شرکت Serono و کیت تانل از شرکت Roche خریداری شد. در این مطالعه موش­ها به طور تصادفی در 3 گروه برابر تقسیم شدند. گروه اول به عنوان شاهد سالم در نظر گرفته شد و هیچ دارویی دریافت نکرد. گروه آزمایش 1 که فقط داروی سیسپلاتین را به مقدار bw/ mg/kg 5/2 به مدت 5 روز به­صورت داخل صفاقی دریافت کرد. گروه آزمایش 2 سیسپلاتین را به همراه سترورلیکس (cetrorelix) آنتاگونیستGnRH  دریافت کرد. تزریق سترورلیکس هفته­ای سه بار به­صورت زیر جلدی هر بار به میزان mg/kg/bw  25/0 انجام شد که یک هفته قبل از تزریق سیسپلاتین شروع و در هفته­های دوم (همراه با سیسپلاتین) و سوم نیز ادامه  یافت.

بعد از گذشت 35 روز از آخرین تزریق، موش­ها با جابجایی مهره­های گردن به راحتی کشته شدند و از بیضه راست جهت نمونه­برداری استفاده شد که به آرامی با یک تیغ تیز به دو نیمه تقسیم شد. نصف بافت بیضه برای مطالعه کمی به مدت 48 ساعت داخل محلول پایدار کننده بوئن و نصف دیگر آنها به مدت 48 ساعت داخل محلول فرمالین 10% برای مطالعه هیستوشیمیایی قرار داده شد. از نمونه­های پایدار شده توسط بوئن، پس از پاساژ بافتی و قالب­گیری مقاطع 5 میکرونی تهیه و پس از رنگ آمیزی پریودیک اسید شیف (PAS) مورد مطالعه قرار گرفتند.

جهت اندازه­گیری قطر لوله­های سمینی­فر از نرم­افزار Motic Image plus 2.0 استفاده گردید. برای تعیین قطر لوله­ها، با عدسی 10× اقطار کوچک و بزرگ 20 لوله سمینی­فر در مقطع عرضی از هر نمونه اندازه­گیری و سپس تمامی داده­های کمی به­دست آمده به­وسیله آزمون آماریANOVA  و پس آزمون Tukey با استفاده از نرم افزار SPSS.13 مورد واکاوی آماری قرار گرفتند. در این مطالعه 05/0p<  معنی­دار تلقی گردید. برای مطالعه سلول­های آپوپتوتیک از نمونه­های پایدار شده در فرمالین بافری 10% پس از پاساژ و قالب­گیری، برش­های 2 میکرونی تهیه و پس از پارافین­زدایی به مدت 5 دقیقه در بافر سیترات سدیم 1/0 مولار انکوبه شدند. رنگ­آمیزی اختصاصی تانل برای سنجش فراگمانتاسیون DNA جهت مشخص کردن سلول­های آپوپتوتیک با استفاده از دستورالعمل کیت تانل طبق پروتکل شرکت سازنده انجام شد. از نمونه­های برداشته شده از بیضه چپ برای مطالعه با میکروسکوپ الکترونی استفاده شد و نمونه­ها پس از قرار­گیری در محلول گلوتارآلدئید 5/2 % به مدت 12 ساعت با بافر فسفات شستشو داده شده و سپس با تترااکسید اسمیوم 2% برای 2 ساعت پایدار شدند. نمونه­ها بعد از آبگیری، شفاف­ و آغشته­سازی در رزین قالب­گیری شده و با اولترامیکروتوم از آنها نمونه­های نیمه­نازک تهیه و با تولوئیدین بلو رنگ­آمیزی شدند. نمونه­های نازک (nm 80) پس از رنگ­آمیزی با اورانیل استات و سیترات سرب با میکروسکوپ الکترونی انتقالی (LEO-906) مورد مطالعه قرار گرفتند. مطالعه فراساختاری به­طور عمده بر غشاء پایه و سلول­های میوئید متمرکز بود چرا که، این دو ساختمان نقش مهمی در روند اسپرماتوژنز طبیعی دارد.

یافته­ها

     هیستولوژی: در مشاهدات میکروسکوپی  بیضه گروه شاهد، لوله­های سمینی­فر دارای اپیتلیوم ژرمینال ضخیمی بودند و در بافت همبند بین  لوله­های سمینی­فر سلول­های لایدیک قرار داشتند (نگاره 1). مطالعه مورفومتریک نیز نشان داد که میانگین قطر لوله­های سمینی­فر در این گروه 48/7±79/97 میکرومتر می­باشد. در گروه آزمایش 1 که تنها سیسپلاتین دریافت کرده بودند، میانگین قطر لوله­های سمینی­فر به 22/10±91/74  میکرومتر کاهش یافته بود که در مقایسه با گروه شاهد این کاهش معنی­دار بود (05/0p<) (جدول1). در ضمن در این گروه هسته سلول­های اسپرماتوژنیک باقی­مانده در لوله­های سمینی­فر متراکم­تر از گروه شاهد بودند (نگاره 2). مطالعه هیستولوژی لوله­های سمینی­فر در موش­های گروه آزمایش 2 که به همراه سیسپلاتین، سترورلیکس نیز دریافت کرده بودند، نشان داد که خصوصیات لوله­های سمینی­فر تا حدودی مشابه گروه شاهد بود (نگاره 3) و میانگین قطر لوله­های سمینی­فر نیز در این گروه 33/5±61/87 میکرومتر بود که نسبت به گروه شاهد کاهش معنی­د­اری نشان نداد (جدول 1).

هیستوشیمی: مطالعات هیستوشیمی نشان داد که در گروه دریافت­کننده سیسپلاتین تعداد بیشتری از سلول­ها دچار آپوپتوز شده بودند (نگاره 4). بر این اساس میانگین تعداد سلول­های آپوپتوتیک در هر مقطع در گروه شاهد 20/0±27/1، در گروه آزمایش یک 90/0±21/7  و در گروه آزمایش دو  32/0±37/2  بود. مقایسه آماری داده­های به­دست آمده نشان داد که تعداد سلول­های آپوپتوتیک در گروه آزمایش 1 نسبت به گروه شاهد به­طور معنی­داری افزایش یافته است (05/0p<) ولی اختلاف بین گروه­های آزمایش2 و شاهد معنی­دار نبود  (جدول 1).

 

 

نگاره 1- نمای ریزبینی از لوله­های سمینی­فر موش گروه شاهد (رنگ آمیزی PAS، درشت­نمایی 65×).

 

نگاره 2- نمای ریزبینی از لوله های سمینی­فر موشی از گروه آزمایش 1 که سیسپلاتین دریافت کرده است. به کاهش اپیتلیوم ژرمینال و هیپرکروم بودن هسته سلول­ها توجه شود (رنگ آمیزی PAS، درشت­نمایی 65×).

 

نگاره 3- نمای ریزبینی از لوله­های سمینی­فر موشی از گروه آزمایش 2 که به همراه  سیسپلاتین، سترورلیکس نیز دریافت کرده است (رنگ آمیزی PAS، درشت­نمایی 65×).

 

نگاره 4- نمای ریزبینی از لوله­های سمینی­فر موشی از گروه آزمایش 2 که سیسپلاتین دریافت کرده است. به سلول­های آپوپتوتیک دقت شود (رنگ آمیزی Tunnel، درشت­نمایی 260×).

 

جدول 1- مقایسه میانگین تعداد سلول­های آپوپتوتیک و قطر لوله­های سمینی­فر در گروهای مورد مطالعه (میانگین± انحراف معیار)

گروه­ها	تعداد سلول­های آپوپتوتیک	قطر لوله­های سمینی­فر (میکرومتر)
شاهد	20/0±27/1	48/7±79/97
سیسپلاتین	*90/0±21/7	*22/10±91/74
سیسپلاتین+ سترورلیکس	32/0±37/2	33/5±61/87

*: اختلاف معنی­دار با گروه شاهد (05/0p<)

 

میکروسکوپ الکترونی: مطالعات فراساختاری در گروه شاهد نشان داد که بازال لامینا در این گروه کاملاً منظم و شامل 2 لایه تیره و روشن می­باشد که روی آن سلول­های اسپرماتوژنیک و یا سرتولی قرار داشتند. در خارج از بازال لامینا و در مقابل
سلول­های اسپرماتوگونی نیز سلول­های میوئید قرار گرفته بودند (نگاره 5). مطالعه لوله­های سمینی­فر در گروه آزمایش 1 که سیسپلاتین دریافت کرده بودند، نشان داد که غشاء پایه در این گروه نامنظم، موجی شکل و ضخیم­تر شده و همچنین سلول­های میوئید در بافت دور لوله­ای ضخیم­تر و منقبض بودند (نگاره­های 6 و 7). مطالعه لوله­های سمینی­فر در موش­های گروه آزمایش 2 که به همراه سیسپلاتین، سترورلیکس نیز دریافت کرده بودند، نشان داد که اختصاصات لوله­های سمینی­فر تا حدودی مشابه گروه شاهد بود (نگاره 8).

 

نگاره 5- الکترون میکروگرافی از لوله سمینی­فر موشی از گروه شاهد. سلول اسپرماتوگونی (SP)، سلول سرتولی (Ser) و بازال لامینا (Bl) (رنگ آمیزی اورانیل استات و سیترات سرب، درشت­نمایی 4646×).

 

نگاره 6- الکترون میکروگرافی از لوله­های سمینی­فر موشی از گروه آزمایش 1 که سیسپلاتین دریافت کرده است. به سلول میوئید در حال انقباض (M) توجه شود (رنگ آمیزی اورانیل استات و سیترات سرب، درشت­نمایی 4646×).

 

نگاره 7- الکترون میکروگرافی از لوله­های سمینی­فر موشی از گروه آزمایش 1 که سیسپلاتین دریافت کرده است. به غشاء پایه موجی شکل و نامنظم (Bl) توجه شود  (رنگ آمیزی اورانیل استات و سیترات سرب، درشت­نمایی 4646×).

 

نگاره 8- الکترون میکروگرافی از لوله سمینی­فر موشی از گروه شاهد. سلول اسپرماتوگونی (SP)، سلول میوئید (M) (رنگ­آمیزی اورانیل استات و سیترات سرب، درشت­نمایی 4646×).

 

بحث و نتیجه­گیری

    هدف از این مطالعه بررسی توانایی سترورلیکس به عنوان آنتاگونیست GnRH در مهار اثرات سوء سیسپلاتین در لوله­های  سمینی­فر بود. مطالعه ما نشان­دهنده افزایش تعداد سلول­های آپوپتوتیک در گروه دریافت­کننده سیسپلاتین بود که با یافته­های سایر محققین که بیانگر افزایش تعداد سلول­های آپوپتوتیک به­دنبال استفاده از عوامل شیمی­درمانی بود هم­خوانی داشت (Helm and States, 2009; Bakalska et al., 2004; Habermehl et al., 2006; Hou et al., 2005). Print در سال  2000 و Fraccavilla در سال 2002 گزارش کردند، آپوپتوز به صورت محدود در اسپرماتوژنز طبیعی دیده می­شود (Print and Loveland, 2000; Francavilla et al., 2002). نقش آپوپتوز در اسپرماتوژنز نرمال، حذف اسپرماتوگونی­های ناقص و جلوگیری از تولید اسپرم­های معیوب و انتقال نقایص ژنتیکی به نسل آینده (Francavilla et al., 2002; Brinkworth and Nieschlag, 2000) و یا ایجاد تعادل در بین تعداد سلول­های ژرمینال و سرتولی می­باشد (Print and Loveland, 2000). در مورد اثرات سوء سیسپلاتین بر روند اسپرماتوژنز از طریق القاء آپوپتوز نیز مطالعاتی انجام گرفته است که تائید کننده یافته­های مطالعه حاضر می­باشد. به عنوان مثال Giri  و همکاران در سال (1998) نشان دادند که تجویز سیسپلاتین تولید گونه­های فعال اکسیژن (ROS) داخل سلولی را تقویت می­کند و تولید بیش از حد ROS، فراگمانتاسیون DNA را تحریک می­کند و اثرات مخربی بر میتوکندری و غشاء سیتوپلاسمی اسپرم دارد. علاوه براین، اسپرم­ها به­دلیل داشتن غلظت بالایی از اسیدهای چرب اشباع و سیستم آنتی­اکسیدانی ضعیف در معرض صدمات اکسیداتیو می­باشند (Giri et al., 1998). Bieber و همکاران در سال 2006 نشان دادند که در موش­های تیمار شده با سیسپلاتین و اتوپوسید (Etoposid) به مدت 9 هفته آپوپتوز سلول­های زایا حداقل 3 برابر افزایش می­یابد (Bieber et al., 2006) که تائید کننده یافته­های مطالعه حاضر می­باشد.

از طرف دیگر در مورد نحوه آسیب رساندن داروهای مورد استفاده در شیمی­درمانی از جمله سیسپلاتین علاوه بر ایجاد آپوپتوز نظرات دیگری وجود دارد چرا که، مشخص شده است به دنبال شیمی درمانی سطح LH و FSH و در نهایت تستوسترون افزایش پیدا می­کند (da Cunha et al., 1987; Udaqawa et al., 2001; Shetty and Meistrich, 2005; Meistrich et al., 1999) و مشخص شده است که افزایش تستوسترون در داخل بیضه بعد از کابرد مواد سمی، اثر منفی بر اسپرماتوژنز دارد (Shetty et al., 2000) چرا که، افزایش تستوسترون داخل بیضه­ای موجب کاهش بیان membrane bound stem cell factor می­شود که این فاکتورها برای اسپرماتوژنز ضروری می­باشند (Udaqawa et al., 2001).

 یافته­های ما همچنین بیانگر کاهش قطر لوله­های سمینی­فر و انقباض سلول­های میوئید و ضخیم و نامنظم شدن بازال لامینا در گروه دریافت کننده سیسپلاتین بود. این کاهش قطر لوله­های سمینی­فر می­تواند مربوط به انقباض سلول­های میوئید باشد چرا که، به دنبال شیمی­درمانی در نهایت سطح LH وFSH  افزایش پیدا می­کند (Thohda et al., 2001; Meistrich et al., 1998; Spermon et al., 2006) که باعث افزایش سطح هورمون تستوسترون می­گردد. مشخص شده است که سلول­های میوئید حاوی رسپتورهای آندروژنی و استروژنی در طی زندگی جنینی (Shapiro, 2005) و همچنین بعد از تولد  (Pelletier et al., 2000) می­باشند. این سلول­ها همچنین حاوی فیلامان­های اکتین، میوزین، دسمین و اکتینین می­باشند (Maekawa et al., 1996). به عبارت دیگر این سلول­ها شبیه سلول­های عضلانی صاف هستند (Virtanen et al., 1986). با توجه به این که رسپتورهای آندروژنی در سلول­های میوئید قرار دارند، تستوسترون موجب انقباض آنها گردیده است. از طرف دیگر می­توان استدلال کرد که این کاهش قطر می­تواند تا اندازه­ای مربوط به تخلیه لوله­های سمینی­فر از سلول­های اسپرماتوژنیک در اثر بروز آپوپتوز و در نهایت چروکیده شدن آنها باشد.

در این مطالعه غشاء پایه در گروه دریافت کننده سیسپلاتین نامنظم موجی شکل و ضخیم بود. چنین یافته­هایی بعد از اشعه درمانی(Sawada et al., 2003) و لیگاتور مجرای وابران (Richardson et al., 1998) نیز گزارش شده است. نامنظم و موجی شکل بودن غشاء پایه می­تواند مربوط به انقباض سلول­های میوئید و یا مربوط به کاهش قطر لوله­های سمینی­فر باشد. در گروه آزمایش 2 که به همراه سیسپلاتین، سترورلیکس را به­عنوان آنتاگونیست GnRH دریافت می­کردند، بررسی اپیتلیوم اسپرماتوژنیک نشان داد که سترورلیکس تا حدودی اثرات سوء سیسپلاتین را مهار کرده بود و کلاً نتایج کمی و کیفی و هیستوشیمیایی نزدیک به گروه شاهد بود. در تائید این یافته­ها، Udagawa در سال 2001 نشان داد که به­دنبال شیمی­درمانی، درمان با آنالوگ GnRH موجب بهبودی اسپرماتوژنز می­شود (Udaqawa et al., 2001) و یا Meistrich و همکاران در سال 2001 نشان دادند که به­دنبال اشعه­درمانی، آگونیست­ها و آنتاگونیست­های GnRH موجب بهبودی اسپرماتوژنز می­شوند (Meistrich et al., 2001). در مورد مکانیسم آگونیست­ها و آنتاگونیست­های GnRH در حفاظت از اسپرماتوژنز به­طور ساده می­توان گفت که مواد مورد استفاده در شیمی­درمانی و از جمله سیسپلاتین علاوه بر آنکه مستقیماً روی سلول­های در حال تقسیم (به­ویژه اسپرماتوگونی­ها) اثر داشته و موجب القاء آپوپتوز و مرگ آنها می­شوند، بلکه این مواد قسمتی از اثرات خود را از طریق تغییر در هورمون­ها اعمال می­کنند. می­دانیم که بعد از شیمی­درمانی و به دنبال تخریب اسپرماتوژنز مقدار ترشح هورمون­های FSH، LH و در نهایت تستوسترون افزایش پیدا می­کند (da Cunha et al., 1987; Udaqawa et al., 2001; Shetty and Meistrich, 2005; Meistrich et al., 1999; Meistrich and Kangasniemi, 1997). مشخص شده است که افزایش تستوسترون در داخل بیضه بعد از کاربرد مواد سمی، اثر منفی بر روند اسپرماتوژنز دارد (Udaqawa et al., 2001; Shetty et al., 2000; Meistrich et al., 1995 ). بنابراین، به نظر می­رسد با کاهش تستوسترون و  FSH می­توان اسپرماتوژنز را از اثرات سوء داروهای مورد استفاده در شیمی­درمانی محافظت کرد (Bibin et al., 2004; Udaqawa et al., 2001). این دقیقاً همان عملی است که آگونیست­ها و آنتاگونیست­های GnRH انجام می­دهند یعنی، این داروها علاوه براین­که مستقیماً موجب مهار تقسیم در سلول­های اسپرماتوژنز می­شوند و از این طریق این سلول­ها را از اثرات سوء سیسپلاتین حفظ می­کنند، با کاهش    FSHو تستوسترون به طور غیرمستقیم این سلول­ها را از اثرات سوء این هورمون­ها نیز حفاظت می­کنند.

در تائید این نظریه، Shetty و همکاران در سال 2002 نشان دادند که تستوسترون موجب مهار بهبودی اسپرماتوژنز بعد از اشعه­درمانی می­شود (Shetty et al., 2002). همچنین، Meistrich و همکاران در سال 2003 نشان دادند که بعد از مصرف مواد سمی با کاهش تستوسترون می­توان موجب بهبودی اسپرماتوژنز شد (Meistrich and Shetty, 2003). علاوه برتستوسترون، مشخص شده است که در موش­های صحرایی اشعه دیده، در واقع افزایش FSH موجب مهار تمایز اسپرماتوگونی­ها می­شود (Shetty et al., 2002). در مطالعه دیگری مشخص شده است که با سرکوب گنادوتروپین­ها و همچنین تستوسترون می­توان موجب بهبودی اسپرماتوژنز آسیب دیده شد (Shetty et al., 2000).

در کل، نتایج بررسی حاضر نشان داد که استفاده ازسترورلیکس همراه با تجویز سیسپلاتین می­تواند سلول­های اسپرماتوژنیک لوله­های سمینی­فر را از اثرات مخرب سیسپلاتین محافظت کند. 

مراجع

• Aminsharifi, A., Shakeri, S., Ariafar, A., Moeinjahromi, B., Kumar, P.V. and Karbalaeedoost, S. (2010). Preventive role of exogenous testosterone on cisplatin-induced gonadal toxicity an experimental placebo-controlled prospective trial. Fertility and Sterility, 93:1388-1393.
• Andreson, Ph.O., Knoben, J.E. and Troutman, W.G. (2002). Handbook of Clinical Data, 10th Edition, Mc Grow Hill, New York, pp. 136-140.
• Bakalska, M., Atanassova, N., Koeva, Y., Nikolov, B. and Davidoff, M. (2004). Induction of male germ cell apoptosis by testosterone withdrawal after ethane dimethanesulfonate treatment in adult rats. Endocrine Regulations, 38:103-110.
• Bar-Shira Maymon, B., Yogev, L., Marks, A., Hauser, R. and Botchan, A. (2004). Sertoli cell inactivation damage to the human testis after cancer chemotherapy. Fertility and Sterility, 81:1391-1394.
• Behre, H.M., Nashan, D., Hubert, W. and Nieschlag, E. (1992). Depot Gonadotropin releasing hormone against blunts the androgen induced suppression of spermatogenesis in a clinical trial of male contraception. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism, 74:84-90.
• Bibin Bibin, A., Tatwei, T., Ishii, M., Mohammad, A. and Yoshiakira K.  (2004). An ultra structural study on cytotoxic effect of mono (2-ethlyhexyl) phthalate (MEHP) on testes in Shiba goat in vitro. Journal of Veterinary Science, 5:235-240.
• Bieber A.M., Marcon L., Hales B.F., Robaire B. (2006). Effects of chemoth apeutic agents for testicular cancer on the male rat reproduct system, spermatozoa, and fertility. Journal of  Andrology,  27: 189–200.
• Brinkworth, M.H. and Nieschlag E. (2000). Association of cyclophosphamide induced male mediated, foetal abnormalities with reduced paternal germ cell apoptosis. Mutation Research, 447:149-154.
• Cook, T. and Sheridan W.P. (2000). Development of GnRH antagonists or prostate cancer: new approaches to treatment. Oncologist, 5:162-168.
• da Cunha, M.F., Meistrich, M.L. and Nader S. (1987). Absence of testicular protection by a gonadotropin-    releasing hormone analog against cyclophosphamide-induced testicular cytotoxicity in the mouse. Cancer Research, 47:1093-1097.
• Francavilla, S., D'Abrizio, P., Cordeschi, G., Pelliccione, F., Necozione, S., Ulisse, S., Properzi, G. and Francavilla, F. (2002). Fas Expression correlates with human germ cell degeneration in meiotic and post-meiotic arrest of spermatogenesis. Molecular Human Reproduction, 8:213-220.
• Glode, L.M., Robinson, J. and Gould, S.F. (1981). Protection from cyclophosphamide inuced testicular damage with an analogue of gonadotropin releasing hormone. The Lancet, 23:1132-1134.
• Giri, A., Khynriam, D. and Prasad, S.B. (1998).Vitamin C mediated protection on cisplatin induced mutagenicity in mice. Mutation Research, 421:139-48.
• Grundker, C., Schlotawa, L., Viereck, V., Eick, N., Horst, A. and Kairies, B.  (2004). Anti proliferative effects of the GnRH antagonist cetrorelix and of GnRH ІІ on human endometrial and ovarian cancer cells are not mediated through the GnRH type І receptor. European Journal of Endocrinology, 151:141-149.
• Habermehl, D., Kammerer, B., Handrick, R., Eldh, Th., Gruber, Ch., Cordes, N., Daniel, P.T., Plasswilm, L., Bamberg, M., Belka, C. and Jendrossek, V. (2006). Proapoptotic activity of ukrain is mitochondrial death pathway. BioMed Central Cancer, 6:14-41.
• Helm, C.W. and States, J.C. (2009). Enhancing the efficacy of cisplatin in ovarian cancer treatment could Arsenic have a role. Journal Ovarian Research, 2:2.
• Hou, M., Chrysis, D., Nurmio, M., Parvinen, M., Eksborg, S., Söder, O. and Jahnukainen, K. (2005). Doxorubicin induces apoptosis in germ line stem cells in the immature rat testis and amifostin cannot protect against this cytotoxicity. Cancer Research, 65:9999-10005.
• Howell, S.J. and Shalet, S.M. (2005). Spermatogenesis after cancer treatment: Damage and Recovery. Journal of the National Cancer  Institute  Monographs, 34:12-17
• Kasper, D.L., Braunwald, E., Fauci, A.S., Hauser, S.L., Longo, D.L. and Jameson, J.L. (2005). Harrisons Principles of Internal Medicine. 16th ed. McGraw Hill, Medical Publishing Division, New York, pp. 114-118.
• Kazumasa, N., Yutaka, N., Masaaki, K., Shunichi, N., Takahiko, S., Akira, Y., Masahiro, F., Kiyoshi M.,  Koshiro W., Tomohide T., Seiichiro Y. and Nagahiro S. (2002). Irinotecan plus cisplatin compared with etoposide plus cisplatin for extensive small-cell lung cancer. New England Journal of Medicine, 346:85-91.
• Köberle, B., Tomicic, M., Usanova, S. and Kaina, B.  (2010). Cisplatin resistance: preclinical findings and clinical implications. Biochemica et Biophysica Acta, 1806:172-182.
• Maekawa, M., Kamimura, K. and Nagano, T.  (1996). Peritubular myoid cells in the testis: their structure and function. Archives of Histology and cytology, 59:1-13.
• Meistrich, M.L. (1998). Hormonal stimulation of the recovery of spermatogenesis following chemo-or radiotherapy. Acta Pathologica Microbiologia et Immunologia Scandinavica, 106:37-46.
• Meistrich M.L. and Kangasniemi, M. (1997). Hormone treatment after irradiation stimulates recovery of rat spermatogenesis from surviving spermatogonia. Journal of Andrology, 18:80-87.
• Meistrich, M.L., Parchuri, N., Wilson, G., Kurdogluy, B. and Kangasniemi, M.  (1995). Hormonal protection from cychlophosphamide induced inactivation of rat stem spermatogonia. Journal of Andrology 16:334-341.
• Meistrich, M.L. and Shetty, G.  (2003). Inhibition of spermatogonial differentiation by testosterone. Journal of Andrology, 24(2):135-148.
• Meistrich, M.L., Wilson, G. and Huhtaniemi, I. (1999). Hormonal treatment after cytotoxic therapy stimulates recovery of spermatogenesis. Cancer Research, 59:3557-3560.
• Meistrich, M.L., Wilson, G., Shuttlesworth, G., Huhtaniemi, I. and Reissmann, T.  (2001). GnRH agonists and antagonists stimulate recovery of fertility in irradiated LBNF1 rats. Journal of Andrology, 22:809-817.
• Nejad, M.D., Rad, S.J., Roshankar, L., Karimpor, M., Ghanbari, A.A., Azami, A. and Valilou, M.R. (2008). Effect of Thiotepa on mice Spermatogenesis using light and electronic microscope. Pakistan Journal of Biology Sciences, 11:1929-1934.
• Pelletier, G., Labrie, C. and Labrie, F.  (2000). Localization of oestrogen receptor alpha, oestrogen receptor beta and androgen receptors in the rat reproductive organs. Journal of Endocrinology, 165:359-370.
• Print, C.G. and Loveland, K.L. (2000). Germ Cell Suicide: new insight in to apoptosis during spermatogenesis. BioEssays, 22:423-430.
• Richardson, L.L., Kleinman, H.K. and Dym, M. (1998). Altered basement membrane synthesis in the testis after tissue injury. Journal of Andrology, 19:145-155.
• Roberts, R.  (200). Apoptosis in toxicology. Taylor and Francies, London, pp. 130-204.
• Sawada, H. and Esaki, M. (2003). Electron microscopic observation of 137Cs-irradiated rat testis: production of basal laminae for germ cells, despite their absence. Journal of Electron Microscopy (Tokyo), 52:391-397.
• Sawhney, P., Giammona, C.J., Meistrich, M.L. and Richburg, J.H. (2005). Cisplatin-induced long-term failure of spermatogenesis in adult C57/Bl/6J mice. Jouanal of Andrology, 26:136-145.
• Seaman, F., Sawhney, P., Giammona, C.J. and Richburg, J.H. (2003). Cisplatin-induced pulse of germ cell apoptosis precedes long-term elevated apoptotic rates in C57/BL/6 mouse testis. Apoptosis, 8:101-108.
• Shapiro, E., Huang, H., Masch, R.J., Mcfadden, D.E. and Wu, X.R. (2005). Immunolocalization of androgen receptor and estrogen receptors alpha and beta in human fetal testis and epididymis. Journal of Urology, 174:1695-1698.
• Shetty, G. and Meistrich, M.L.  (2005). Hormonal approaches to preservation and restoration of male fertility after cancer treatment. Journal of the National Cancer Institute Monographs, 34:36-39.
• Shetty, G., Wilson, G., Hardy, M.P., Niu, E., Huhtaniemi, I. and Meistrich, M.L. (2002). Inhibition of recovery of spermatogenesis in irradiated rats by different androgens. Endocrinology, 143:3385-3396.
• Shetty, G., Wilson, G., Huhtaniemi, I., Shuttlesworth, G.A., Reissmann, T. and Meistrich, M.L. (2000). Gonadotropin-releasing hormone analogs stimulate and testosterone inhibits the recovery of spermatogenesis in irradiated rats. Endocrinology, 141:1735-1745.
• Spermon, J.R., Ramos, L., Wetzels,  A.M.M. , Sweep,  C.G.J.,  Braat, D.D.M. , Kiemeney,  L.A.L.M. and Witjes, J.A. (2006). Sperm integrity pre- and post-chemotherapy in men with testicular germ cell cancer. Human Reproduction, 21:1781-1786.
• Tevor, A.J., Katzung, B.G. and Masters, S.B. (2002). Katzung and Trevoor's Pharmacology. 6th Edition, McGraw Hill, Philadelphia, pp. 206-208.
• Tohda, A., Matsumiya, K., Tadokoro, Y.,Yomogida, K., Miyagawa, Y., Dohmae, K., Okuyama, A. and Nishimune,  Y. (2001). Testosterone suppresses spermatogenesis in juvenile spermatogonial depletion (jsd) mice. Biology of Reproduction, 65:532-537.
• Turk, G., Atessahin, A., Sonmes, M., Yuce, A. and Ceribasi, A.O. (2007). Lycopene protects against cyclosporine a induced testicular toxicity in rats. Theriogenology, 67:778 -785.
• Udagawa, K., Ogawa, T., Watanabe, T., Yumura, Y., Takeda, M. and Hosaka, M. (2001). GnRH analog, leuprorelin acetate, promotes regeneration of rat spermatogenesis after severe chemical damage. International Journal of Urology, 8:615-622.
• Velasquez, W.S., Cabanillas, F., Salvador, P., Mclaughlin, P., Fridrik, M., Tucker, S., Jagannath, S., Hagemeister, F.B., Redman, J.R. and Swan, F.  (1988). Effective salvage therapy for lymphoma with cisplatin in combination with high-dose ara-c and dexamethasone (DHAP), Blood, 71:117-12.             
• Virtanen, I., Kallojoki, M. and Narvanen, O. (1986). Peritubular myoid cells of human and rat testis are smooth muscle cells that contain desmin-type intermediate filaments. Journal of Anatomy Research, 215:10-20.