بررسی تاثیر استرس گرمایی روی برخی فراسنجه‌های خونی، بیوشیمیایی و ایمنی هومورال در جوجه های گوشتی

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 4، دوره 6، 3 (23) پاییز، آذر 1391، صفحه 1621-1627   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسندگان

عادل فیضی^{* 1}؛ فرهاد دادیان²؛ ساجد اسدزاده مجدی³

¹دانشگاه آزاد اسلامی، واحد تبریز، استادیاردانشکده دامپزشکی، گروه علوم درمانگاهی، تبریز، ایران

²دانشگاه آزاد اسلامی، واحد تبریز، دانشکده دامپزشکی، دانشجوی دکترای حرفه‌ای دامپزشکی، تبریز، ایران

³دانشگاه آزاد اسلامی، واحد شبستر، دانشکده دامپزشکی، دانش آموخته علوم آزمایشگاهی دامپزشکی، شبستر، ایران

چکیده

این تحقیق به منظور بررسی اثرات استرس گرمایی بر روی برخی فراسنجه­های خونی،  بیوشیمیایی سرم و ایمنی هومورال در جوجه­های گوشتی انجام گردید. 80  قطعه جوجه گوشتی یکروزه نژاد Cobb جنس مخلوط در دو گروه 40 تایی شاهد و تیمار به صورت تصادفی توزیع شدند. شرایط مدیریتی، تغذیه، تراکم، تهویه و برنامه واکسیناسیون در هر دو گروه یکسان بوده و تنها تفاوت بین دو گروه میزان دمای اعمال شده در هفته آخر دوره پرورش بود به طوری که دمای مربوط به گروه شاهد در هفته آخر (42- 36 روزگی) 24 درجه سانتی­گراد و در گروه تیمار در همین مدت 33 درجه سانتی­گراد در نظر گرفته شد. نمونه­های خونی از پرندگان هر دو گروه در پایان روز 42 از طریق ورید بالی اخذ گردید و به منظور اندازه­گیری فراسنجه­های خونی یک قسمت از خون اخذ شده در لوله­های حاوی ماده ضد انعقاد  EDTA(mg/ml1) ریخته شد و سریعاً در آزمایشگاه فراسنجه­های هماتولوژی آنها (هماتوکریت، شمارش گلبول­های سفید، شمارش تفریقی گلبول­های سفید) تعیین شد. در قسمت دیگری از خون اخذ شده pH خون اندازه­گیری و پس از سانتریفیوژ و جداسازی سرم میزان برخی فراسنجه­های بیوشیمیایی از جمله پروتئین تام و گلوکز به روش رنگ سنجی با استفاده از کیت­های اختصاصی اندازه­گیری شدند. به منظور ارزیابی تاثیر استرس گرمایی در وضعیت ایمنی هومورال نیز نمونه­های سرمی توسط تست سرولوژیک  HI(آزمایش ممانعت از هماگلوتیناسیون)  آزمایش شدند تا میزان آنتی بادی تولیدی توسط واکسن نیوکاسل مشخص گردد. نتایج این بررسی کاهش معنی­دار در میزان درصد هماتوکریت، درصد لنفوسیت و مقادیر سرمی پروتئین تام (05/0>p) و افزایش معنی­دار درصد هتروفیل، نسبت هتروفیل به لنفوسیت، مقادیر سرمی گلوکز و pH خون در ماکیان گروه تیمار نشان داد (05/0>p). استرس گرمایی تاثیر معنی­داری در مقادیر منوسیت و ائوزینوفیل ایجاد نکرد. میانگین مقادیر عیار آنتی­بادی HI نیوکاسل در گروه تیمار نسبت به گروه شاهد کاهش معنی­داری را نشان داد (05/0>p). نتایج مطالعه نشان داد که جوجه­های گوشتی تحت تنش گرمایی در اثر تضعیف سیستم ایمنی، مستعد ابتلا به بیماری نیوکاسل و متعاقباً درگیری با عفونت­های ثانویه هستند.

کلیدواژه‌ها

استرس گرمایی؛ فراسنجه‌های خونی؛ بیوشیمیایی؛ ایمنی هومورال؛ جوجه‌های گوشتی

اصل مقاله

مقدمه

 

     پرندگان حساسیت زیادی به عوامل تنش­زا دارند. در میان این عوامل تنش گرمایی (heat stress) از همه مهم­تر می­باشد (Ojano et al., 2002). یکی از مشکلات عمده مناطق گرمسیری کاهش عملکرد ناشی از تنش گرمایی است. این پدیده باعث کاهش مصرف غذا، کاهش رشد، کاهش قابلیت هضم اسیدهای آمینه و دیگر مواد مغذی، تغییر نیازهای اسیدهای آمینه و همچنین تغییر ترکیب لاشه و در نهایت کاهش عملکرد شده که از این طریق منجر به زیان­های اقتصادی قابل توجهی در صنعت طیور می­شود (Senkoylu et al., 1999). تنش گرمایی در مناطق معتدل تنها در طول تابستان و به صورت فصلی اتفاق می­افتد اما در بسیاری از کشورهای گرمسیری یک مشکل دائمی است (Geraert et al., 1996). برای انواع مختلف پرندگان دمای مناسب پرورش در حدود 3/18 تا 9/23 درجه سانتی­گراد پس از هفته­های نخست زندگی است. به طور کلی منطقه آسایش جوجه­های گوشتی از 32 درجه سانتی­گراد پس از هچ، به حدود 24 درجه سانتی­گراد در سن 3 یا 4 هفتگی و به 1/21 درجه سانتی­گراد پس از آن کاهش می­یابد (Ojano et al., 2002). دستگاه قلبی عروقی یکی از دستگاه­هایی است که در برطرف کردن گرما دخالت دارد. هنگامی که پرندگان در تنش گرمایی قرار می­گیرند،  تغییراتی در سیستم خونی رخ می­دهد  که شامل بر هم خوردن تعادل اسید -  باز، افزایش pH خون و آلکالوز تنفسی می­شود. کل ویسکوزیته خون، هماتوکریت، غلظت پروتئین­های پلاسما در تنش گرمایی دستخوش تغییرات می­شود (Teeter et al., 1985). مطالعه مقادیر لکوسیت­ها به عنوان یک معیار دقیق تعیین کننده در استرس گرمایی و سرمایی در طیور حائز اهمیت می­باشد (Ben Nathan et al., 1976). استرس در ماکیان باعث اختلال در عملکرد لکوسیت­ها می­شود (McFariane et al., 1989; Gross et al., 1983). مطالعات محققین در رابطه با استرس گرمایی در طیور نشانگر تغییر در برخی فاکتورهای خونی از جمله: درصد هتروفیل (Gross et al., 1983; Nazifi, 2000)، درصد لنفوسیت (Zulkifli et al., 1995) و درصد هماتوکریت (Vecerek et al., 2002) می­باشد. در چندین مطالعه انجام یافته توسط محققین نتیجه گرفته شده که عوامل تنش زا باعث افزایش نسبت هتروفیل به لنفوسیت می­شود (Cravener et al., 1992; Beuving et al., 1989; Hacking et al., 1993; Jones et al., 1989; Gross et al., 1987;  ).

Wolford و Ringer  مشاهده کردند مرغان تخمگذاریکه در دمای صفر درجه فارنهایت به مدت 15 ساعت بدون آب و غذا نگه­داری شدند تعداد لنفوسیت­ها به طور معنی­داری افزایش می­یابد (Wolford and Ringer, 1962).  

Gross مشخص کرد متعاقب اعمال دمای 6 درجه سانتی­گراد در جوجه های گوشتی به مدت 30 دقیقه نسبت هتروفیل به لنفوسیت در طی یک روز به حداکثر میزان خود رسیده سپس به مقدار اولیه کاهش می­یابد (Gross et al., 1989).  Ozbey و همکاران با مطالعه خود روی بلدرچین به این نتیجه رسیدند که استرس گرمایی باعث کاهش پروتئین تامسرم می­شود (Ozbey et al., 2004). میزان گلوکز در طی استرس گرمایی افزایش می­یابد (Sahin et al., 2001). دمای بالای محیط باعث تضعیف سیستم ایمنی در طیور گوشتی می­شود (Niu et al., 2009). بنابراین هدف از انجام این تحقیق بررسی تاثیر استرس گرمایی روی برخی فراسنجه­های خونی،  بیوشیمیایی سرم و بررسی وضعیت ایمنی هومورال از طریق  سنجش عیار آنتی­بادی نیوکاسل به روش HI در جوجه­های گوشتی می­باشد.

مواد و روش­ها

  جهت انجام این مطالعه 80 قطعه جوجه گوشتی یک­روزه نژاد Cobb جنس مخلوط در دو گروه 40 تایی شاهد و تیمار به صورت تصادفی توزیع شدند. شرایط مدیریتی، تغذیه، تراکم، تهویه و برنامه واکسیناسیون در هر دو گروه یکسان بوده و تنها تفاوت بین دو گروه در میزان دمای اعمال شده طی هفته آخر دوره پرورش می­باشد به طوری که دمای آغازین در ابتدای دوره در هر دو گروه یکسان و 33 درجه سانتی­گراد بود. سپس هر هفته 3 درجه از میزان دما در هر دو گروه  کاسته شد. بدین صورت که دمای اعمال شده در هفته اول 33 درجه سانتی­گراد، هفته دوم 30 درجه سانتی­گراد، هفته سوم 27 درجه سانتی­گراد، هفته چهارم و پنجم 24 درجه سانتی­گراد می­باشد. نهایتاً در گروه  شاهد میزان دمای اعمال شده در هفته ششم (42-36 روزگی) 24 درجه سانتی گراد و در گروه تیمار دمای اعمال شده در همین مدت 33 درجه سانتی­گراد در نظر گرفته شد. برنامه واکسیناسیون در هر دو گروه یکسان و به قرار زیر بود:

یک روزگی: واکسن دو گانه نیوکاسل  B1و برونشیت H120 (شرکت وترنیای کرواسی).

 اسپری، ده روزگی: واکسن برونشیت 91/4 (شرکت اینتروت هلند) قطره چشمی همراه با واکسن نیوکاسل + آنفلوانزای تزریقی.

 شانزده روزگی: واکسن گامبرو GM/97 (شرکت هیپرای اسپانیا) آشامیدنی.

 بیست و یک روزگی: واکسن کلون برونشیت (شرکت وترنیای کرواسی) آشامیدنی.

 سی و شش روزگی: واکسن کلون (شرکت هیپرای اسپانیا) آشامیدنی.

در پایان روز چهل و دوم، 10 پرنده از هر گروه به صورت تصادفی انتخاب و از هر کدام 5 میلی­لیتر خون از طریق ورید بالی اخذ گردید سپس به منظور اندازه­گیری فراسنجه­های خونی یک قسمت از خون اخذ شده در لوله های حاوی ماده ضد انعقاد EDTA ( mg/ml1) ریخته شد  و سریعاً در آزمایشگاه هماتولوژی درصد گلبول­­های قرمز فشرده به روش میکروهماتوکریت توسط دستگاه میکروهماتوکریت هتیچ ساخت کشور انگلستان محاسبه گردید. شمارش تفریقی لکوسیت­ها به وسیله دستگاه دیفرانشیال کانت انجام گردید. در نمونه دیگر از خون اخذ شده pH خون به وسیله pH متر SOREX ساخت سوئیس اندازه­گیری پس از سانتریفیوژ با دور 3000 به مدت 15 دقیقه سرم جداسازی و میزان برخی فراسنجه­های بیوشیمیایی از جمله پروتئین تام و گلوکز به روش رنگ سنجی و با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر BIOWAVE مدل S2100 ساخت کشور انگلستان و با استفاده از کیت­های اختصاصی ساخت شرکت زیست شیمی اندازه­گیری شدند. به منظور ارزیابی وضعیت ایمنی هومورال نمونه­های سرمی باقی مانده توسط تست سرولوژیک HI با استفاده از کیت ممانعت از هماگلوتیناسیون غلظت آنتی بادی­های تولید شده بر ضد
آنتی­ژنهای نیوکاسل اندازه­گیری گردید. داده­های به دست آمده با استفاده از نرم­افزار آماری SPSS ویرایش 17 تحت ویندوز XP مورد آنالیز آماری قرار گرفته و برای مقایسه میانگین
فراسنجه­های خونی و بیوشیمیایی سرم از آزمون آماری T-test استفاده گردید.

یافته­ها

   میانگین درصد لکوسیت­ها در گروه­های شاهد و تیمار در جدول 1 ذکر شده است. میانگین درصد هماتوکریت و درصد لنفوسیت در گروه تیمار در مقایسه با گروه شاهد کاهش آماری معنی­داری نشان داد (05/0>p). بررسی میانگین درصد هتروفیل در گروه تیمار نسبت به گروه شاهد افزایش آماری معنی­داری نشان داد (05/0>p). در حالی که میانگین درصد منوسیت و ائوزینوفیل اختلاف معنی داری در بین گروه­ها نشان نداد (05/0>p). نسبت هتروفیل به لنفوسیت در جدول 1 آورده شده است که در گروه تیمار نسبت به گروه شاهد افزایش آماری معنی­داری نشان می­دهد (05/0>p).

 

 

 

 

جدول 1- میانگین درصد هماتوکریت، هتروفیل، لنفوسیت، مونوسیت، ائوزینوفیل و نسبت هتروفیل به لنفوسیت

فراسنجه گروه	هماتوکریت (%)	هتروفیل (%)	لنفوسیت (%)	منوسیت (%)	ائوزینوفیل (%)	نسبت هتروفیل به لنفوسیت
شاهد	a69/0±72/32	a46/0±36/18	a94/0±38/72	a34/0±20/2	a17/0±75/3	a03/0±21/0
تیمار	b81/0±15/21	b75/0±43/27	b19/0±87/60	a03/0± 98/1	a18/0±42/3	b01/0± 43/0

a,b: حروف غیر مشابه در هر ستون نشان دهنده وجود اختلاف آماری معنی­دار (05/0>p) می­باشد.

میانگین مقادیر سرمی پروتئین تام و گلوکز در جدول 2 ذکر شده است. بررسی میانگین مقادیر سرمی پروتئین تام در گروه تیمار نسبت به گروه شاهد کاهش آماری معنی­داری نشان داد (05/0>p). در حالی که میانگین مقادیر سرمی گلوکز در گروه تیمار افزایش داشته که در مقایسه با گروه شاهد این افزایش معنی­دار بود (05/0>p). نتایج مربوط به اندازه­گیری pH خون نیز در جدول 2 ذکر گردیده است که افزایش میانگین مقادیر pH خون در گروه تیمار نسبت به گروه شاهد مشاهده می­شود که این اختلاف معنی­دار است (05/0>p).

 

جدول 2- میانگین میزان سرمی پروتئین تام، گلوکز، pH خون و عیار آنتی بادیHI  نیوکاسل

فراسنجه گروه	پروتئین تام gr/dl	گلوکز mg/dl	pH	عیار آنتی بادی HI  نیوکاسل
شاهد	a 11/0±41/5	a       18/0±220	a    33/0±48/7	a        02/0±71/5
تیمار	b      16/0±29/4	b       75/0±307	b    21/0±04/8	b        08/0±61/4

         a,b: حروف غیرمشابه در هر ستون نشان دهنده وجود اختلاف آماری معنی­دار (05/0>p) می­باشد

نتایج حاصله از میزان عیار آنتی بادی HI نیوکاسل در گروه تیمار و شاهد در جدول 2 آورده شده است که در گروه تیمار کاهش آماری معنی­داری نسبت به گروه شاهد دیده می­شود (05/0>p).

بحث و نتیجه­گیری

   در مطالعه حاضر میانگین درصد هماتوکریت در گروه تیمار در مقایسه با گروه شاهد کاهش آماری معنی­داری نشان داد. افزایش میزان هماتوکریت در پرندگان با کاهش درجه حرارت و کاهش آن با افزایش درجه حرارت محیط گزارش شده است (Nazifi, 2000). در بوقلمون­های نر بالغی که در دماهای مختلف قرار گرفته بودند مشاهده شد که با افزایش دمای محیط میزان هماتوکریت کاهش می­یابد (Parker et al., 1970). Zhou و همکاران گزارش نمودند که جوجه­های گوشتی
نگه­داری شده در دمای 28 و 36 درجه سانتی­گراد نسبت به جوجه­هایی که در دمای 20 درجه سانتی­گراد نگه­داری شدند هماتوکریت پایین­تری داشتند (Zhou et al., 1999) که یافته­های ما با گزارشات این محققین مطابقت دارد. در این مطالعه میانگین درصد هتروفیل متعاقب ایجاد استرس گرمایی در گروه تیمار افزایش یافته در حالی که میانگین درصد لنفوسیت در گروه تیمار نسبت به گروه شاهد کاهش معنی­داری نشان داد.  در رابطه با میانگین درصد منوسیت و ائوزینوفیل در میان دو گروه اختلاف معنی­داری مشاهده نگردید. درصد هتروفیل در پرندگان معادل درصد نوتروفیل در پستانداران می­باشد (Nazifi, 2000). در شرایط تنش حرارتی درصد هتروفیل­های خون افزایش و درصد لنفوسیت­ها کاهش پیدا می­کند (Ben Nathan., 1976; Gross, 1989  ). Zulkifli و همکاران کاهش تعداد لنفوسیت­های خون را در تنش حرارتی گزارش نمودند (Zulkifli et al., 1995) که نتایج این آزمایش در رابطه با افزایش هتروفیل و کاهش لنفوسیت متعاقب اعمال استرس گرمایی در جوجه­های گوشتی با یافته­های این محققین همخوانی دارد. در پرندگان تحت دمای بالای محیط افزایش نسبت هتروفیل به لنفوسیت گزارش شده است (Ozge et al., 2000). در این مطالعه نیز با اعمال دمای 33 درجه سانتی­گراد به مدت یک هفته در جوجه­های گوشتی نسبت هتروفیل به لنفوسیت در گروه تیمار افزایش معنی­داری نشان داد که با یافته­های  Gross و Siegel  در سال 1983 و  Maxwellو Robertson  در سال 1998 همخوانی دارد (Maxwell and  Robertson, 1998; Gross and Siegel, 1983). در این مطالعه اختلاف معنی­داری در میانگین درصد منوسیت و ائوزینوفیل در بین گروه تیمار و شاهد مشاهده نگردید (05/0>p) که با مطالعهOzge  و همکاران در ارتباط با ماکیانی که در دمای 39 درجه سانتی­گراد به مدت 2 ساعت تحت تنش حرارتی قرار گرفته بودند همخوانی دارد (Ozge et al., 2000). در مطالعه ما میانگین مقادیر سرمی پروتئین تام در گروه تیمار در مقایسه با گروه شاهد کاهش آماری معنی­داری نشان داد. کاهش میزان پروتئین تام سرم در مرغان تخمگذار در فصل تابستان گزارش شده است (Nazifi, 2000). قرار گرفتن پرنده در درجه حرارت بسیار بالا به مدت کوتاه (15 دقیقه در 42 درجه سانتی­گراد) منجر به کاهش سنتز پروتئین، کاهش اسیدهای آمینه ضروری و غیرضروری پلاسما و افزایش کاتابولیسم پرنده می­گردد (Gous et al., 2005). یافته­های مطالعه حاضر با یافته­های فوق مطابقت دارد. میانگین مقادیر سرمی گلوکز افزایش معنی­داری در گروه تیمار در مقایسه با گروه شاهد نشان داد. افزایش گلوکز خون در پرندگان در اثر تنش، افزایش گلوکوکورتیکوئیدهای بدن، افزایش حرارت بدن در خلال فصل جفت گیری و دیابت رخ می­دهد (Nazifi, 2000). Sahin و همکاران در مطالعه خود بر روی بلدرچین در حرارت بالا اعلام کردند که میزان گلوکز سرم در بلدرچین­های تحت تنش حرارتی افزایش می­یابد (Sahin et al., 2001). افزایش میانگین مقادیر سرمی گلوکز در گروه تیمار این مطالعه نیز در طی اعمال استرس گرمایی با یافته فوق همخوانی دارد. میانگین مقادیر pH خون در گروه تیمار در مقایسه باگروه شاهد افزایش آماری معنی­داری نشان داد. دستگاه قلبی- عروقی یکی از دستگاه­هایی است که در برطرف کردن گرما دخالت دارد. هنگامی که پرندگان در تنش گرمایی قرار می­گیرند  تغییراتی در سیستم خونی بدن آنها رخ می­دهد که شامل بر هم خوردن تعادل اسید -  باز، افزایش pH خون و آلکالوز تنفسی می­شود (Teeter et al., 1985). بر اساس نتایج حاصله از مطالعات Wehaish و همکاران بر روی جوجه­های گوشتی تحت استرس گرمایی که با جیره حاوی چربی کم تغذیه شده بودند، میزان pH خون در این شرایط افزایش می­یابد (Wehaish et al., 2009). در این آزمایش نیز با اعمال دمای 33 درجه سانتی­گراد در جوجه­های گوشتی به مدت یک هفته در گروه تیمار افزایش pH خون و آلکالوز مشاهده گردید که با یافته­های فوق همخوانی دارد. میانگین مقادیر عیار آنتی بادی HI درگروه تیمار در مقایسه باگروه شاهد کاهش آماری معنی­داری نشان داد. عیار مربوط به واکسن­های زنده در سن شش هفتگی در طیور گوشتی در حدود 5 و کمی بالاتر می­باشد (Alexander et al., 2006). بر اساس نتایج حاصل از مطالعات Niu و همکاران  بر روی طیور گوشتی، دمای محیطی بالا باعث تضعیف سیستم ایمنی می­گردد (Niu et al., 2009) که نتیجه این آزمایش با یافته­های این محقق همخوانی دارد. می­توان نتیجه گرفت استرس گرمایی که یکی از مشکلات عمده صنعت طیور در مناطق گرمسیری می­باشد باعث اختلال در عملکرد لکوسیت­ها، پارامترهای بیوشیمیایی سرم، افزایش pH خون و ایجاد آلکالوز و در نهایت باعث کاهش عیار آنتی بادی HI نیوکاسل و تضعیف ایمنی هومورال گشته که در این صورت پرنده مستعد ابتلا به بیماری نیوکاسل و متعاقباً درگیری با عفونت­های ثانویه و افزایش تلفات خواهد بود.   

مراجع

• Alexander, D.J., Manvell, R.J. and Parsons, G.  (2006). Newcastle disease virus (strain Herts 33/56) in tissues and organs of chickens infected experimentally. Avain Pathology, 35:99-101.
• Ben Nathan, D., Heller, E.D. and Perek, M.   (1976). The effect of short hest stress upon leucocyte count, plasma corticosterone level, plasma and leucocyte ascorbic acid count. British Poultry Science, 17:481-485.
• Beuving, G., Jones, R.B. and Blokhuis, H.J.  (1989). Adernocortical and heterophil/lymphocyte responses to challenge in hens showing short or long tonic immobility reactions. British poultry Science, 30:175-184
• Cravener, T.L., Roush, W.B. and Mashaly,   M.M.  (1992). Broiler procution under varying populatin densities. Poultry Sicence, 71:427-433.
• Geraert, P.A., Padilha, J.C.F. and Guillaumin, S.  (1996). Metabolic and endocrine changes induced by chronic heat exposure in broiler chickens. British journal of Nautrition, 75:195-204.
• Gous, R.M. (2005). Nutritional interventions in alleviating the efficacy of high temperature in broiler production. World Poultry Science Journal, 48:175-180.
• Gross, W.B. and Siegel, H.S.  (1983). Evaluation of the heterophil/lymphocyte ratio as a measure of stress in chickens. Avian Diseases, 27:972-979.
• Gross, W.B., and Chickering, W.  (1987). Effects of fasting, water deprivation and adrenal-blocking chemical on resistance to E-coli challenge. Poultry Sience, 66:270-272.
• Gross, W.B.  (1989). Factors affecting chicken thrombocyte morphology and the relationship with heterophil: lymphocyte ratios. British Poultry Science, 30:919-925.
• Hacking, P.M., Maxwell, M.H. and Mitchell, M.A.  (1993). Welfare of broilr breeder and layer females subjected to food and water control during rearing. British Poultry Science, 34:443-458.
• Jones, R.B. (1989). Chronic stressors, tonic immobility and leucocytic responses in the domestic fowl. Physiology and Behavior, 46:439-442.
• McFariane,   J.M. and Curtis, S.E.  (1989). Multiple concurrent stressors in chicks. Poultry Science, 68:522-527.
• Maxwell, M.H. and Robertson, G.W. (1998). The avian heterophil leucocyte: A Review. World's Poult Sci J, 54:155-178.
• Nazifi, S. (2000).  Avian Clinical Hematology and Biochemistry. Shiraz University Publication [In Farsi].
• Niu, Z., Li, Y. and Yan, Q.Z.  (2009). Effects of different levels of vitamin E on growth performance and immune responses of broilers under heat stress. Poult Sci Oct. 88(10):2101-2107.
• Ojano-Dirain, C.P. and Waldroup, P.W.  (2002). Protein and Amino acid needs of broilers in warm weather. Int Journal of Poult Sci, 1:40-46.
• Ozbey, O., Yildez, N., Aysondu, M.H. and Ozman, O.  (2004). The effect of Hight temperatures on blood serum parameters and the egg productivity characteristics of Japanese quails. Int.J.Poult. Sci., 48: 485-489.
• Ozge, A., Ali, A., Metin, C. and Hakan, B.  (2000). Effect of heat stress on some blood parameters in broilers. Turk J Vet Anim Sci, 24:145-148.
• Parker, J.T. and Boone, M.A.  (1970). Thermal stress effects on certain blood characteristics of adult male turkey. Poultry Science, 49:1287-1295.
• Sahin, K., Kucuk, O., Sahin, N. and Sari.  M. (2001). Effect of vitamin C and vitamin E on lipid peroxitation status, some serum hormone, metabolite, of Japanese quails reared under heat stress (34c). Int J Vitam Nutr Res, 71:27-31.
• Senkoylu, N. and Altinsoy, M.  (1999). The physiological views of stress. J Farm Istanbul Turkey, 187:37-39.
• Teeter, R.G., Smith, M.O., Owens, F.N. and Arp, S.C. (1985). Chronic heat stress and respiratory alkalosis: Occurance and treatment in broiler chicks. Poultry Science, 64:1060-1064.
• Vecerek, M., Strakova, S.,   Sunchy, P. and Vaslarova, E.  (2002). Influence of high environmental temperature on production and haematological indexes in broiler chickens. Czech J Anim Sci, 47:176-182.

• نظیفی، س. (1379). هماتولوژی و بیوشیمی بالینی پرندگان. انتشارات دانشگاه شیراز.

• Wehaish, F.E., Abou-Ismail, U.A. and Ageez, A.M.  (2009). Effect of high fat diet on some physiological parameters in broiler chicken under high environmental temperature. Mansoura Vet Med J, 2:1-19.
• Wolford, J.H. and Ringer, R.K.  (1962). Adrenal weight, adrenal ascorbic acid, adrenal cholesterol and differential leukocyte counts as physiological indicators of "stressor" agents in laying hens. Poultry Science, 41:1521-1529.
• Zhou, W.T., Fujita, M. and Yamamato, S.   (1999). Effect of ambient temperature on blood viscosity and plasma protein concentration of broiler chickens (Gallus domesticus). Journal of Therminal Biology, 24:105-112.
• Zulkifli, L., Dunnington, E.A., Gross, W.B. and Siegel, P.B.  (1995). Inhibition of adrenal steroidogenesis,food restriction and acclimation to high ambient temperature in chickens. Brit Poult Sci, 35:417-426.