مطالعه اثر آنالوگ پروستاگلاندین F2α، داینوپروست، بر بافت جسم زرد خرگوش آبستن کاذب

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 8، دوره 2، 1 (5) بهار، خرداد 1387، صفحه 59-68   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسندگان

سید اسماعیل صفوی^* ؛ میر هادی خیاط نوری

گروه علوم پایه، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه آزاد اسلامی واحد تبریز، تبریز، ایران

چکیده

در این بررسی تأثیر آنالوگ پروستاگلاندین F_2α (PGF_2α)، داینوپروست، بر روی بافت جسم زرد خرگوش آبستن کاذب مورد بررسی قرار گرفت. بدین منظور، 42 سر خرگوش ماده بالغ در شش گروه هفت‌تایی به‌طور تصادفی توزیع گردید. در سه گروه در روز دهم آبستنی کاذب، داینوپروست (1mg/kg) به‌صورت داخل عضلانی تزریق و به‌ترتیب 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق، حیوانات کالبدگشایی شدند. در سه گروه دیگر به‌عنوان گروه شاهد سرم فیزیولوژی تزریق شد. در تمام گروه‌ها پس از اخذ نمونه خونی، حیوانات کالبدگشایی و تخمدان آن‌ها خارج و توزین گردید. پس از نمونه‌برداری و پایدارسازی در فرمالین نمکی 10 %، مقاطع بافتی با رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین- ائوزین تهیّه و جسم زرد از لحاظ مورفولوژی و مورفومتری مورد مطالعه قرار گرفت. مطالعات مورفومتری نشان داد که قطر جسم زرد در تمام گروه‌های تیمار در مقایسه با گروه‌های شاهد کاهش معنی‌داری (05/0p<) دارد. همچنین پیشرفت بافت همبند، افزایش تعداد هسته‌های پیکنوزه، گسترش فضاهای بین سلولی و ایجاد واکوئل‌های درشت در گروه‌های تیمار به‌طور معنی‌داری (05/0p<) در مقایسه با گروه‌های شاهد افزایش یافت. قطرات چربی محیطی و قطرات چربی مرکزی به‌ترتیب 24 و 48 ساعت پس از تزریق PGF_2α به‌صورت معنی‌داری (05/0p<) افزایش یافتند. غلظت پروژسترون سرم در تمامی گروه‌های تیمار در مقایسه با گروه‌های شاهد کاهش معنی‌داری (05/0p<) نشان داد. نتایج بیان‌گر افزایش پیشرونده لوتئولیز ساختمانی و فونکسیونی در گروه‌های تیمار در مقایسه با گروه‌های شاهد بود.

کلیدواژه‌ها

داینوپروست؛ پروستاگلاندین F2α؛ جسم زرد؛ آبستن کاذب؛ خرگوش

اصل مقاله

مقدمه

     پروستاگلاندین‌ها گروهی از مشتقات اسیدهای چرب با فعالیت بیولوژیکی فراوان می‌باشند. این ترکیبات در حقیقت توسط اغلب اعضای پستانداران سنتز می‌شوند و تقریباً در تمام بافت‌ها و مایعات بدن و اندام‌ها موجود می‌باشند. کشف پروستاگلاندین‌ها اولین بار توسط  Kurzrok و Lieb در سال 1930 از مایع منی صورت گرفت. ایشان مشخص نمودند که مایع منی انسان حاوی موادی است که موجب انقباض بافت عضلات جدار رحم انسان می‌گردد. Von Euler در سال  1935 و Gold Blatt درسال 1933 گزارش نمودند که عصارة مایع منی و غدد ضمیمه تولید مثلی، باعث تغییر فشارخون عمومی بدن و انقباض ماهیچه‌های صاف می‌شود. ماده فعال موجود در مایع منی جدا و مشخص شد که چربی محلول در اسید بوده و توسط Von Euler، پروستاگلاندین نام‌گذاری گردید (11). اهمیّت رحم در کنترل تحلیل جسم زرد برای اولین بار در سال 1923 توسط Ioeb نشان داده شد. به این ترتیب که عمل هیسترکتومی در خوکچه هندی موجب بقاء غیرطبیعی جسم زرد می‌شود. اثرات مشابه آن در گاو، مادیان، خوک و در آبستنی کاذب موش صحرایی و هامستر نیز نشان داده شده است (15). بقاء جسم زرد در بعضی از گونه‌های حیوانی متعاقب هیسترکتومی نشان‌گر این است که آندمتر رحم این حیوانات ماده‌ای سنتز و ترشح می‌کند که موجب تحلیل رفتن جسم زرد دوره‌ای می‌شود. این ماده پروستاگلاندین می‌باشد که ترکیبات این پروستاگلاندین‌ها در ارتباط با لوتئولیز، سقط و زایمان مورد توجه بوده‌اند. توجه عمدتاً روی PGF_2α متمرکز شده است. معتقدند که این فاکتور، چرخه حیات جسم زرد را کنترل می‌کند. PGF_2α علاوه بر ایجاد لوتئولیز، سبب انقباض عضلات صاف رحم می‌شود. غلظت خونی پروستاگلاندین‌ها در هنگام زایمان افزایش می‌یابد، که این حالت برای از بین رفتن جسم زرد قبل از زایمان اهمیت خاصی دارد و باعث می‌شود که اثر پروژسترون از بین رفته و انقباضات رحم در طی زایمان افزایش یابد (17). پروستاگلاندین‌ها برای زایمان لازم بوده و مشخص شده است که تزریق مهارکننده‌های سیکلواکسیژناز، آبستنی را در موش صحرایی، خرگوش، خوک، هامستر و انسان طولانی می‌کند. بررسی‌های انجام شده افزایش تولید PGF_2α از جفت را در طول زایمان در گوسفند، بز، گاو، اسب، موش صحرایی، خرگوش، خوکچه هندی و انسان نشان داده است (2 و 24). امروزه کاربردهای وسیعی از PGF_2α را در درمانگاه‌ها به‌خصوص در درمانگاه‌های دامپزشکی گزارش کرده اند، به‌طوری‌که اهمیّت استفاده از این ماده در سقط جنین در آبستنی ناخواسته حیوانات بسیار جوان، جفت‌گیری‌های ناخواسته بین دو حیوان ناهماهنگ، بیماری مادر و باقی ماندن جنین مرده در رحم و ایجاد زایمان مصنوعی در حیوانات اهلی کاملاً بدیهی می‌باشد. استفادة PGF_2α در دامپزشکی تا اندازة زیادی بر پایة اثر لوتئولیتیکی آن استوار است. بنابراین استفاده از PGF_2α مستلزم وجود جسم زرد فعال است. علاوه بر PGF_2α طبیعی، فرآورده‌های صناعی آن نیز ساخته شده است که میل ترکیبی آن‌ها به گیرنده‌هائی که در سطح پردة سلولی سلول‌های لوتئالی قرار دارند، بیشتر می‌باشد (2 و 7). هدف از انجام این مطالعه، بررسی تغییرات ساختار بافتی جسم زرد و همچنین تغییرات سطح خونی هورمون پروژسترون به دنبال تجویز داینوپروست به‌عنوان یکی از آنالوگ‌های PGF_2α، در ساعات مختلف پس از تزریق می‌باشد.

مواد و روش‌کار

      برای انجام این تحقیق، از 42 سر خرگوش ماده بالغ سفید نژاد نیوزیلندی با وزن 5/2-2 کیلوگرم استفاده گردید. شرایط نگه‌داری و تغذیه تمام حیوانات کاملاً یکسان بود. خرگوش‌های ماده به‌صورت جداگانه از جمعیت نرها و در دمای 2±22 درجه سانتی‌گراد و تحت شرایط 12 ساعت تاریکی و 12 ساعت روشنایی نگه‌داری شدند. در خرگوش‌هایی که علائم جفت‌پذیری شامل پرخونی و رطوبت ناحیه واژن و بی قراری را نشان می‌دادند، با وارد کردن میله پلاستیکی در ناحیه واژن و تحریک دیواره‌های آن تخمک‌گذاری القاء شد و بدین ترتیب آبستنی کاذب در خرگوش‌ها ایجاد گردید (7 و 14). در روز دهم آبستنی کاذب که رشد جسم زرد کامل گردید، خرگوش‌ها به گروه‌های شاهد و تیمار تقسیم گردیدند. به گروه‌های تیمار که شامل سه گروه هفت تایی بود، آنالوگ پروستاگلاندین F_2α، داینوپروست (حاوی5 میلی‌گرم ماده مؤثر در هر میلی‌لیتر)، ساخت شرکت داروسازی ابوریحان (ایران) با دز 1  mg/kg b.w.  به‌صورت داخل عضلانی تزریق گردید. گروه‌های اول، دوم و سوم به‌ترتیب 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق دارو کالبدگشایی شدند، در گروه‌های شاهد نیز که به سه گروه 7 تایی تقسیم شدند به‌جای داروی داینوپروست، سرم فیزیولوژی تزریق شد و 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق حیوانات کالبدگشایی شدند. قبل از کالبدگشایی خون‌گیری از قلب به‌منظور جداسازی سرم و اندازه‌گیری هورمون پروژسترون صورت گرفت. اندازه‌گیری هورمون پروژسترون به‌روش الایزا انجام شد (9). پس از باز کردن شکم حیوان، تخمدان‌ها برداشته شده و بلافاصله به ظرف حاوی سرم فیزیولوژی منتقل و بافت‌های اطراف آن‌ها جدا گردید. تمامی تخمدان‌ها به‌طور جداگانه به‌وسیله ترازو و با حساسیت 001/0 گرم توزین گردید. سپس نمونه‌های بافت تخمدان به محلول ثبوتی فرمالین- سرم فیزیولوژی 10% منتقل گردید. تهیه مقاطع بافتی با استفاده از دستگاه اتوتکنیکون و تهیّه قالب‌های پارافینی انجام شده و پس از رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین- ائوزین، نمونه‌ها از لحاظ مورفولوژیک و مورفومتریک مورد مطالعه قرار گرفتند. برای مطالعه هیستومورفومتری از عدسی مدرج مدل نیکون و با درشت‌نمایی10 × استفاده گردید. در بررسی ساختار بافتی جسم زرد فاکتورهایی نظیر گسترش بافت همبند، کروماتولیز، هسته های پیکنوزه، توسعه فضاهای بین سلولی، قطرات چربی محیطی و مرکزی و واکوئل‌های درشت مورد ارزیابی قرار گرفتند.

جهت ارزیابی آماری داده‌های کمی شامل میزان هورمون پروژسترون خون، وزن تخمدان و اندازه جسم زرد، از روش آنالیز واریانس یک‌طرفه (ANOVA ) و از آزمون تعقیبی توکی((Tukey استفاده گردید. داده ها به‌صورت S.E.M±mean و مقدار 05/0p< به عنوان حد معنی‌داری در نظر گرفته شد. همچنین برای ارزیابی آماری داده‌های رتبه‌ای از آزمون آماری یو من- ویتنی در سطح 05/0=α در بین گروه‌های مختلف استفاده شد.

نتایج

      مقایسه آماری نتایج هیستومورفومتری جسم زرد در گروه‌های مختلف نشان داد که میانگین اندازه جسم زرد در 24 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α برابر با 41/10±60/1102 میکرومتر بود که در مقایسه با گروه شاهد مربوطه (70/21±30/ 1649 میکرومتر) کاهش معنی‌دار (05/0p<) نشان داد. 48 ساعت پس از تزریق، میانگین اندازه جسم زرد 96/17±53/1096 میکرومتر بود که در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (35/11±16/1620 میکرومتر) کاهش معنی‌دار (05/0p<) نشان داد. میانگین اندازه جسم زرد 72 ساعت پس از تزریق 56/15±70/1123 میکرومتر بود که در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (52/14±18/1616 میکرومتر) کاهش معنی‌دار (05/0p<) نشان داد. در مقایسه میانگین اندازه جسم زرد 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α تفاوت معنی‌داری بین گروه‌ها دیده نشد (جدول 1).

مقایسه آماری نتایج حاصل از توزین تخمدان‌ها در گروه‌های مختلف نشان داد که میانگین وزن تخمدان 24 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α برابر با 21/3±40/52 میلی‌گرم بود که در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (25/2±17/53 میلی گرم) تفاوت معنی‌داری مشاهده نگردید. در 48 و 72 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α میانگین وزن تخمدان به ترتیب 25/2±59/52 و 39/3±17/51 میلی‌گرم بود که در مقایسه با گروه‌های کنترل مربوطه تفاوت معنی‌داری نشان نداد (جدول1).

بررسی‌های آماری نشان داد که میزان پروژسترون سرم خون 24 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α برابر با 17/0±25/4 نانوگرم در میلی‌لیتر بود که در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (17/1±36/24 نانوگرم) کاهش معنی‌داری (05/0p<) را نشان داد.

 مقدار هورمون پروژسترون 48 ساعت پس از تزریق به 21/0±08/1 نانوگرم رسید که در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (59/0±12/21 نانوگرم) کاهش معنی‌داری (05/0p<) را نشان داد. همچنین در مقایسه با گروه قبلی (24 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α) کاهش معنی‌داری (05/0p<) داشت.

72 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α، سطح هورمون پروژسترون خون، 09/0±31/1 نانوگرم در میلی‌لیتر بود که در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (86/0±71/25 نانوگرم) کاهش معنی‌داری (05/0p<) را نشان ‌داد. در مقایسه میانگین پروژسترون بین دو گروه 48 و 72 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین، تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد، ولی هورمون پروژسترون در گروه 72 ساعت پس از تزریق دارو، در مقایسه با گروه 24 ساعت پس از تزریق دارو، کاهش معنی‌داری (05/0p<) را نشان داد (جدول 1).

آزمون آماری یو من- ویتنی نشان داد که قطرات چربی محیطی، 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق دارو در مقایسه با گروه‌های شاهد مربوطه به‌طور معنی‌داری (05/0p<) افزایش یافته‌اند. ولی در گروه‌هایی که 24، 48 و 72 ساعت از تزریق دارو می‌گذشت، در مقایسه با همدیگر تفاوت معنی‌داری در قطرات چربی محیطی مشاهده نگردید.

از لحاظ قطرات چربی مرکزی، 24 ساعت پس از تزریق دارو در مقایسه با گروه شاهد مربوطه تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد، ولی 48 و 72 ساعت پس از تزریق دارو در مقایسه با گروه‌های شاهد مربوطه افزایش معنی‌دار (05/0p<) مشاهده گردید. در مقایسه قطرات چربی مرکزی در ساعات 24، 48 و 72 پس از تزریق دارو، تفاوت معنی‌داری مشاهده نگردید (جداول 2، 3 و 4).

از لحاظ توسعه بافت همبند، 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق پروستاگلاندین F_2α در مقایسه با گروه‌های شاهد مربوطه افزایش معنی‌داری (05/0p<) مشاهده شد. در مقایسه بین گروه‌هایی که دارو دریافت کرده بودند،  هیچ‌گونه تغییر معنی‌داری مشاهده نشد (جداول 2، 3 و 4 و نگاره های 1، 2 و 3).

مطالعه آماری میزان کروماتولیز و هسته‌های پیکنوزه در گروه‌های مختلف نشان داد که 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق دارو در مقایسه با گروه‌های شاهد مربوطه افزایش معنی‌دار (05/0p<) در فاکتورهای فوق مشاهده گردید. در مقایسه بین گروه‌های تیمار در 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق دارو اختلاف معنی‌داری مشاهده نگردید (جداول 2، 3 و 4 و نگاره 4).

وسعت فضاهای بین سلولی 24، 48 و 72 ساعت پس از تزریق دارو افزایش معنی‌دار (05/0p<)‌ در مقایسه با گروه‌های کنترل مربوطه داشت. وسعت فضاهای بین سلولی 48 ساعت پس از تزریق در مقایسه با 24 ساعت پس از تزریق دارو افزایش معنی‌دار (05/0p<) نشان داد، ولی در مقایسه با گروهی که 72 ساعت از تزریق دارو می‌گذشت، تفاوت معنی‌دار مشاهده نگردید. در مقایسه بین گروه 72 ساعته با گروه 24 ساعته افزایش معنی‌دار (05/0p<) در میزان وسعت فضاهای بین سلولی مشاهده گردید (جداول 2، 3 و 4 و نگاره 5).

در بررسی و مطالعه جسم زرد از لحاظ وجود واکوئل‌های درشت در گروه‌های مختلف تیمار در مقایسه با گروه‌های شاهد مربوطه، افزایش معنی‌دار (05/0p<) مشاهده گردید ولی در مقایسه گروه‌های تیمار با همدیگر تفاوت معنی‌داری مشاهده نشد (جداول 2، 3 و 4 و نگاره 6).

 

 

 

 

 

 

جدول1- میانگین وزن تخمدان، اندازه جسم زرد و هورمون پروژسترون در گروه‌های مورد آزمایش (S.E.M ±mean)

پارامتر گروه‌ها	میانگین وزن تخمدان‌ها                   (میلی‌گرم)	میانگین اندازه جسم زرد                                 (میکرومتر)	میانگین هورمون پروژسترون                           (نانوگرم در میلی‌لیتر)
24 ساعت پس از تزریق دارو	21 /3±40/52	a           41/10±60/1102	a,c,d          17/0±25/4
48 ساعت پس از تزریق دارو	25 /2±59/52	a           96/17±53/1096	a,b            21/0±08/1
72 ساعت پس از تزریق دارو	39/3±17/51	a         56/15±70/1123	a,b           09/0±31/1
24 ساعت پس از تزریق سرم فیزیولوژی	25/2±17/53	7 /21±30/1649	17/1±36/24
48 ساعت پس از تزریق سرم فیزیولوژی	51/3±18/51	53/11±16/1620	59/0±12/21
72 ساعت پس از تزریق سرم فیزیولوژی	27/1±50/53	52/14±18/1616	86/0±71/25

a: تفاوت معنی‌دار در مقایسه با گروه کنترل مربوطه (05/0p<)                                              b: تفاوت معنی‌دار در مقایسه با گروه 24 ساعت پس از تزریق دارو (05/0p<)

c: تفاوت معنی‌دار در مقایسه با گروه 48 ساعت پس از تزریق دارو (05/0p<)                           d: تفاوت معنی‌دار در مقایسه با گروه 72 ساعت پس از تزریق دارو (05/0p<)

 

جدول2- تغییرات هیستولوژیک جسم زرد 24 ساعت پس از تزریق دارو

فاکتور    نمونه	قطرات چربی          محیطی	قطرات چربی         مرکزی	هجوم بافت         همبند	کروماتولیز	هسته پیکنوزه	فضاهای بین سلولی وسیع	واکوئل‌های            درشت
گروه تیمار نمونه 1	+	+	++	+++	+++	+++	++
گروه تیمار نمونه 2	+	-	++	++	++++	++	++
گروه تیمار نمونه 3	+	+	++	+++	+++	+	+++
گروه تیمار نمونه 4	+	+	+++	+++	++++	++	++
گروه تیمار نمونه 5	++	+	++	++	+++	++	+++
گروه تیمار نمونه 6	+	++	+++	+++	+++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 7	++	+	++	++	+++	++	+++
گروه شاهد نمونه 1	-	-	-	-	-	+	-
گروه شاهد نمونه 2	-	+	-	+	+	-	-
گروه شاهد نمونه 3	-	-	+	-	-	+	-
گروه شاهد نمونه 4	-	+	-	-	+	-	-
گروه شاهد نمونه 5	-	-	-	-	+	-	-
گروه شاهد نمونه 6	+	+	-	+	-	-	-
گروه شاهد نمونه 7	-	-	-	-	-	-	-

راهنمای جدول: (-): عدم وجود، (+): کم، (++): متوسط، (+++): زیاد، (++++): خیلی زیاد

 

جدول 3- تغییرات هیستولوژیک جسم زرد 48 ساعت پس از تزریق دارو

فاکتور نمونه	قطرات چربی        محیطی	قطرات چربی    مرکزی	هجوم بافت      همبند	کروماتولیز	هسته پیکنوزه	فضاهای بین سلولی وسیع	واکوئل‌های          درشت
گروه تیمار نمونه 1	++	+	++	++	++++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 2	+	+	+++	++	+++	+++	++
گروه تیمار نمونه 3	+	+	++	++	+++	++	+++
گروه تیمار نمونه 4	++	+	++	+++	+++	++	+++
گروه تیمار نمونه 5	+	+	+++	++	++++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 6	++	+	+++	++	++	++	++
گروه تیمار نمونه 7	+	++	+++	+++	+++	++	+++
گروه شاهد نمونه 1	-	-	+	+	+	-	-
گروه شاهد نمونه 2	-	-	-	-	+	-	-
گروه شاهد نمونه 3	-	+	+	-	-	-	-
گروه شاهد نمونه 4	-	-	+	-	+	+	-
گروه شاهد نمونه 5	+	-	-	+	-	-	-
گروه شاهد نمونه 6	-	-	-	-	-	-	+
گروه شاهد نمونه 7	-	-	-	-	+	+	-

راهنمای جدول: (-): عدم وجود، (+): کم، (++): متوسط، (+++): زیاد، (++++): خیلی زیاد

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

جدول4-  تغییرات هیستولوژیک جسم زرد 72 ساعت پس از تزریق دارو

فاکتور   نمونه	قطرات چربی                    محیطی	قطرات چربی                                                                                            مرکزی	هجوم بافت همبند	کروماتولیز	هسته پیکنوزه	فضاهای بین سلولی وسیع	واکوئل‌های درشت
گروه تیمار نمونه 1	++	+	++	++	++++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 2	++	++	+++	++	+++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 3	++	+	+++	+++	+++	+++	++
گروه تیمار نمونه 4	+	++	+++	++	++++	++++	+++
گروه تیمار نمونه 5	+	+	++	+++	++++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 6	+	+	++	++	+++	+++	+++
گروه تیمار نمونه 7	++	++	+++	++	++++	++++	++
گروه شاهد نمونه 1	-	-	-	-	-	-	-
گروه شاهد نمونه 2	-	-	-	-	+	-	-
گروه شاهد نمونه 3	-	+	+	-	-	+	-
گروه شاهد نمونه 4	+	-	+	-	-	-	-
گروه شاهد نمونه 5	-	+	-	-	+	+	+
گروه شاهد نمونه 6	-	-	-	-	-	+	-
گروه شاهد نمونه 7	-	-	-	-	+	-	-

راهنمای جدول: (-): عدم وجود، (+): کم، (++): متوسط، (+++): زیاد، (++++): خیلی زیاد

 

 

 

 

نگاره 1- نمای ریزبینی از جسم زرد در گروه شاهد. تعداد فراوانی سلول‌ لوتئال مشاهده می‌شود و مقدار بافت همبند بسیار کمی بین سلول‌ها وجود دارد (رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین -ائوزین، درشت‌نمایی100×).

 

 

نگاره2- نمای ریزبینی از جسم زرد در گروه شاهد. تعداد فراوانی سلول‌ لوتئال مشاهده می‌شود و تعداد کمی سلول‌ چربی مابین این سلول‌ها دیده می‌شود (رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین - ئوزین، درشت‌نمایی400×).

 

 

 

 

نگاره 3- نمای ریزبینی ازجسم زرد 48 ساعت پس از تزریق دارو. حجم بافت همبند در بخش‌های مختلف جسم زرد افزایش یافته است (رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین-ائوزین، درشت‌نمایی100 ×).

 

 

 

 

نگاره 4- نمای ریزبینی از سلول‌های لوتئال با هسته پیکنوزه (فلش)، 72 ساعت پس از تزریق دارو (رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین -ائوزین، درشت‌نمایی400×).

 

 

 

 

 

 

 

 

نگاره 5- نمای ریزبینی از جسم زرد 72 ساعت پس از تزریق دارو. تعداد زیادی سلول‌ چربی مابین سلول‌های لوتئال (فلش) مشاهده می‌شود (رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین -ائوزین، درشت‌نمایی400 ×).

 

 

 

 

نگاره 6-  نمای ریزبینی از جسم زرد 72 ساعت پس از تزریق دارو. در داخل سیتوپلاسم سلول‌های لوتئال واکوئل‌های درشت (فلش) مشاهده می‌شود (رنگ‌آمیزی هماتوکسیلین -ائوزین، درشت‌نمایی1000 ×).

 

 

بحث و نتیجه‌گیری

      در زمینه تأثیر PGF_2α برتغییرات هورمون پروژسترون بررسی‌های فراوانی انجام گرفته است. در بررسی‌هایی که توسط محقّقین مختلف صورت گرفته است، معلوم گردیده که تولید پروژسترون تخمدانی به‌سرعت متعاقب تزریق PGF_2α کاهش می‌یابد (9، 19 و 21). همچنین در مطالعه صورت گرفته بر روی موش سوری، مشخص گردیده که تزریق PGF_2α هم سبب کوتاه شدن طول عمر جسم زرد و قطع آبستنی و هم باعث کاهش ترشح پروژسترون از جسم زرد می‌شود (20). در تحقیقات صورت گرفته روی هامسترهای آبستن مشخص گردیده است که اثر لوتئولیتیکی PGF_2α به‌دلیل کاهش سطح پلاسمایی و تخمدانی پروژسترون می‌باشد (15). Umo در بررسی که در سال 1975 بر روی اثر PGF_2α در عملکرد جسم زرد گوسفند انجام داد، تغییرات مشخصی از جمله کاهش غلظت پروژسترون پلاسمای محیطی را بیان کرد و مشخص کرد که لوتئولیز فونکسیونی مقدم بر لوتئولیز ساختمانی می‌باشد (25). در تحقیق حاضر نیز همان‌گونه که نتایج نشان داد کاهش معنی‌دار پروژسترون خون پس از تزریق PGF_2α مشاهده گردید. یکی از مکانیسم‌های احتمالی لوتئولیز فونکسیونی توسط PGF_2α تأثیر از طریق کاهش جریان خون جسم زرد می‌باشد. طبق شواهد موجود، معلوم شده است که جریان خون جسم زرد که بخش اعظم خون تخمدانی را نیز شامل می شود، در هنگام تحلیل رفتن جسم زرد کاهش پیدا می کند که این موضوع درگوسفند (13)، خرگوش (8) و موش صحرایی (10 و 21) مشاهده شده است. محققین دریافته‌اند که PGF_2α از طریق ایجاد قبض عروقی و کاهش جریان خون در وریدهای مسیر رحمی- تخمدانی، موجب لوتئولیز می‌شود (11). یکی دیگر از مکانیسم‌های اثر PGF_2α  تضادّ آن با گنادوتروپین‌ها در جسم زرد می‌باشد (4). از زمانی‌که مشخص گردید گنادوتروپین‌ها برای فعالیت بافت لوتئال ضروری می باشند، این حدس پدید آمده است که شاید عمل لوتئولیز PGF_2α به‌علت تضادّ با پرولاکتین و LH باشد. محقّقین نشان داده‌اند که تزریق PGF_2α باعث کاهش گیرنده‌های LH در طی 24 ساعت می‌گردد و بر این اساس حدس می زنند که این موضوع اساس مقاومت نسبت به LH در هنگام تحلیل رفتن بافت لوتئال  می‌باشد. این اثر اغلب همراه با کاهش واضح پروژسترون سرم و کاهش فعالیت گیرنده‌های LH مشخص می‌شود (5). گیرنده‌های ویژه و اختصاصی برای PGF_2α در جسم زرد گوسفند (13)، اسب (24)، گاو (17) و موش صحرایی (22) گزارش شده است. Henderson و McNatty در سال 1975 گزارش نمودند که عمل سریع PGF_2α به‌دنبال عدم اتصال بخش تنظیم کننده گیرنده LH به آدنیلات سیکلاز می‌باشد. در اثر این عمل فعالیت کلسترول استراز قطع شده و در نتیجه باعث کاهش کلسترول آزاد می‌گردد، که ماده اصلی برای سنتز پروژسترون در میتوکندری سلولهای لوتئال می‌باشد (12). به نظر می‌رسد که آدنیلات سیکلاز مسیر مشترک و رایجی برای عمل تحریکی بسیاری از هورمون‌ها، برای تولید cAMP پیام‌بر، می‌باشد که احتمالاً PGF_2α نیز عمل لوتئولیتیک خود را از طریق گیرنده‌های پرده پلاسمایی سلول‌های لوتئالی که اختصاصی PGF_2α هستند، انجام می‌دهد (1 و 12). چنین گیرنده‌هایی برای PGF_2α در انسان (6)، گوسفند (1) و گاو (17) نیز ذکر شده است. محقّقین دریافته‌اند که عمل سریع ضد گنادوتروپینی PGF_2α، از طریق مهار سنتز cAMP وابسته به LH می‌باشد که از این طریق سبب کاهش ترشح پروژسترون می‌شود (23). در همین رابطه محققین نشان داده اند که PGF_2α تجمع cAMP را از طریق HCG تحریک شده در بافت لوتئال انسان کاهش می‌دهد (4). همچنین مشخص شده است که پرولاکتین مانع از اثر سریع PGF_2α روی جسم زرد می‌شود (18). در تحقیق حاضر مشخص گردید که PGF_2α قادر است در جسم زرد تخمدانی تأثیرات شدید لوتئولیتیکی داشته باشد. برای پی بردن به اثرات لوتئولیتیکی PGF_2α فاکتورهای چندی مورد بررسی میکروسکوپی قرار گرفته که در جداول مربوطه ذکر گردیده است. در تمام گروه‌هایی که PGF_2α دریافت کرده‌اند از لحاظ مورفولوژی، جسم زرد سیری قهقرایی نسبت به گروه‌های کنترل داشته و به‌طور قابل ملاحظه‌ای در مسیر لوتئولیز واقع شده است و این واکنش در زمان‌های متفاوت نمونه‌برداری (24، 48 و 72 ساعت) بعد از تزریق PGF_2α  مشهود می‌باشد. مورد قابل توجه در مطالعه میکروسکوپی جسم زرد در گروه‌هایی که هورمون دریافت داشته اند، کوچک‌تر بودن میانگین اندازة جسم زرد در گروه تزریق شده نسبت به گروه شاهد می‌باشد که این خود دلیلی بر وقوع آتروفی در اجسام زرد این گروه‌ها می‌باشد. در رابطه با مکانیسم های احتمالی لوتئولیز ساختمانی جسم زرد توسط PGF_2α گزارشات چندی تاکنون ارائه شده است. محققین اخیراً نشان داده‌اند که PGF_2α موجب افزایش آزادسازی آنزیم‌های نشان‌دار مثل بتاگلوکوروئیداز و آسیل هیدرولاز از لیزوزوم‌ها می‌شود. تصوّر می‌کنند که افزایش این آنزیم‌ها به‌طور مستقیم باعث لوتئولیز از طریق نازک کردن دیوارة سلولی می‌شوند (12). البته این ادّعا قابل بحث است زیرا که میزان PGF_2α مورد نیاز برای ایجاد این آنزیم‌ها 1000 برابر بیشتر از غلظت طبیعی است که برای ایجاد لوتئولیز طبیعی مورد نیاز است. با وجود این، ممکن است آنزیم‌های مذکور نقش ثانویه‌ای در ایجاد لوتئولیز بازی کنند (12). چون غشاء پلاسمایی می‌تواند فعالیت لیزوزوم‌ها را تحت تأثیر قرار داده و کنترل کند، این امکان وجود دارد که میزان کمی از PGF_2α ترشح شده از رحم در طی مرحله اول لوتئولیز باعث ایجاد تغییرات عملکردی در غشاء پلاسمایی سلول‌های جسم زرد شود و تغییرات ثانویه این غشاء با رسیدن میزان زیادی از PGF_2α به لیزوزوم‌ها منجر به تغییرات ساختمانی در سلول‌های جسم زرد گردد (25). همچنین این امکان وجود دارد که کاهش جریان خون در جسم زرد که در بسیاری از گونه‌ها در روند تحلیل جسم زرد مشاهده می‌شود، در ایجاد لوتئولیز ساختمانی نیز سهمی داشته باشد، با این توجیه که شروع تغییرات ساختمانی در جسم زرد گوسفند با تغییرات حاصل از ضایعات آنوکسی مشابه است (13). اغلب مطالعات انجام شده از جنبه لوتئولیز فونکسیونی بوده و کمتر تحقیقاتی در مورد لوتئولیز ساختمانی گزارش شده است. در بررسی انجام شده توسط Bagwell و همکاران، تخمدان هامستر در طی روزهای 7-5 آبستنی  چندی از فاکتورهای مورفولوژیکی لوتئولیز از جمله هسته‌های پیکنوزه، سلول‌های مختلف‌الشکل و شکستگی سلول‌های جسم زرد پس از تزریق PGF_2αمورد مشاهده قرار گرفته است (3) که یافته‌های فوق با نتایج تحقیق حاضر همخوانی دارد. در مطالعات میکروسکوپی و فوق ریزبینی که بر روی موش صحرایی آبستن انجام گرفته است، به وجود و تجمع قطرات چربی در جسم زرد موش صحرایی که 9 روزه آبستن بوده و تحت درمان با PGF_2α قرار گرفته، اشاره شده است که در مقایسه با گروه شاهد افزایش قابل ملاحظه‌ای را نشان می‌داد. در ضمن فاصلة بین سلولی در جسم زرد گروه درمان شده بیشتر از گروه کنترل بود که این دو عامل، بیان‌گر سیر قهقرایی جسم زرد آبستنی متعاقب تزریق PGF_2α بین روزهای 11-7 آبستنی می‌باشد (16)، که در بررسی حاضر نیز به آن اشاره شده است. Umo  در سال 1975 مطالعاتی در مورد تأثیر PGF_2α روی جسم زرد گوسفند انجام داد. وی در گروه‌هایی که در روز دهم سیکل،  PGF_2α دریافت داشتند، تغییراتی از جمله کاهش قابل ملاحظه در اندازة سلول‌ها  را مشاهده نمود که خود موجب افزایش فضاهای بین سلولی وسیع‌تری در اجتماع سلولی گردیده بود (25). این نتایج مشابه نتایج بررسی حاضر در گروه‌های تیمار است. در مطالعات فوق ریزبینی، محققین مشخص نموده‌اند که در سلول‌های جسم زرد در حال لوتئولیز، توری آندوپلاسمیک صاف بیشتر به‌صورت وزیکوله و حفره دار دیده می‌شود و میتوکندری‌ها بیشتر حالت یکدست و کروی داشته و دانه‌های متراکم موجود در میتوکندری‌ها در بعضی موارد کمتر بوده و در بعضی دیگر مشاهده نمی‌شوند. همچنین افزایش قابل ملاحظه‌ای در تجمع قطرات لیپیدی مشاهده می‌گردد. در این تحقیق همچنین به وجود کروماتولیز در سلول‌ها نیز اشاره شده است (25). در مطالعه حاضر نیز در گروه‌هایی که دارو دریافت کردند در سیتوپلاسم سلول‌های مذکور قطرات لیپیدی مشاهده شد. لازم به‌ذکر است که نتایج مشابهی نیز  در مورد وجود کروماتولیز در سلول‌های لوتئال حاصل گردید.

نتایج این مطالعه نشان می‌دهد که به‌دنبال تزریق PGF_2α فرآیند پیش رونده لوتئولیز ساختمانی و فونکسیونی در جسم زرد خرگوش آبستن کاذب، در ساعات مختلف پس از تزریق صورت می‌گیرد.

 

فهرست منابع

مراجع

1. Agudo, L.S., Zahler, W.L. and Smith, M.F. (1984): Effect of prostaglandine F2 alpha on the adenylate cyclase and phosphodiesterase activity of ovine corpora lutea. J. Animal. Sci., 54(4): 955-62.
2. Alan, M. and Taşal, I. (2002): Efficacy of prostaglandin F2 alpha and misoprostol in the induction of parturition in goats. Vet. Rec., 150(25): 788-9.
3. Bagwell, J.N., Ziegler, J. and Ruby, J.R. (1976): The effects of prostaglandin F2 alpha on the fine structure of the corpus luteum of the pregnant hamster. Cell and Tissue Research, 174(4): 465-74.
4. Behrman, H.R. and Hichens, M. (1976): Rapid block of gonadotropin uptake by corpora lutea in vivo induced by prostaglandin F2 alpha. Prostaglandins, 12(1): 83-95.
5. Behrman, H.R., Hal, A.K., Perston, H.L. and Gore, S.D. (1982): Antagonistic interactions of adenosine and prostaglandin F2 alpha modulate acute responses of luteal cells to luteinizing hormone. Endocrinology, 110(1): 38-46.
6. Bennegard-Eden, B., Hahlin, M. and Kindahl, H. (1995): Interaction between oxytocin and prostaglandin F2 alpha in human corpus luteum. Human Reproduction, 10(9): 2320-4.
7. Boiti, C., Canali, C., Zerani, M. and Gobbetti, A. (1998): Changes in refractoriness of rabbit corpora lutea to a prostaglandin F2 alpha analogue, alfaprostol, during pseudopregnancy. Prostaglandins & other Lipid Mediators, 56(4): 255-64.
8. Bruce, N.W. and Hillier, K. (1974): The effect of prostaglandin F2 alpha on ovarian blood flow and corpora lutea regression in the rabbit. Nature, 249(453): 176-7.
9. Dharmarajan, A.M., Sueoka, K., Miyazaki, T., Atlas, S.J., Ghodgaonkar, R.B., Dubin, N.H., Zirkin, B.R. and Wallach, E.E. (1989): Prostaglandins and progesterone secretion in the in vitro perfused pseudopregnant rabbit ovary. Endocrinology, 124(3): 1198-203.
10. Dorflinger, L.J., Luborsky, J.L., Gore, S.D. and Behrman, H.R. (1983): Inhibitory characteristics of prostaglandin F2 alpha in the rat luteal cell. Prostaglandins, 33(2): 1891-9.
11. Gelety, T.J. and Chaudhuri, G. (1992): Prostaglandins in the ovary and fallopian tube. Baillieres Clin Obstet Gynaecol., 6(4): 707-29.
12. Henderson, K.M. and Mcnatty, K.P. (1975): A biochemical hypothesis to explain the mechanism of luteal regression. Prostaglandis, 9(5): 779-97.

13.  Hoyer, P.B. (1998): Regulation of luteal regression: the ewe as a model. J. Soc. Gynecol Investi, 5(2): 49-57.

14. Kawai, A. (1982): In vitro production of prostaglandins by the uterine and ovarian tissues of pseudopregnant rabbits in luteolysis and mechanism of luteolysis induced by PGF2 alpha. Nippon Sanka Fujinka Gakkai Zasshi, 34(6): 667-76.
15. Luzzani, F., Colombo, G. and Galliani, G. (1982): Evidence for a role of progesterone in the control of uterine ornithine decarboxylase in the pregnant hamster. Life Science, 31(15): 1553-8.
16. Okamura, H., Yang, S.L. and Wright, K.H. (1972): The effect of prostaglandin F2 alpha on cropus luteum of the pregnant rat and ultrastructural study. Fertility and Sterility, 23(7): 476.
17. Répási, A., Beckers, J.F., Sulon, J., Karen, A., Reiczigel, J. and Szenci, O. (2005): Effect of the type and number of prostaglandin treatments on corpus luteum, the largest follicle and progesterone concentration in dairy cows. Reprod Domest Anim., 40(5): 436-42.

18.  Rotchild, I., Ueda K. and Ochiai K. (1985): A luteotrophic action of prolactin: suppression of intraluteal prostaglandin production or effect? Endocrinology, 116(2): 772-8.

19. Schlegel, W., Krüger, S., Daniels, D., Fischer, B., Schneider, H.P. and Beier, H.M. (1988): Studies on prostaglandin metabolism in corpora lutea of rabbits during pregnancy and pseudopregnancy. Journal of Reproduction and Fertility, 83(1): 365-70.
20. Sugimoto, S., Segi, E., Tsuboi, K., Ichikawa, H. and Narumiva, S. (1998): Female reproduction in mice lacking the prostaglandin F receptor. Roles of prostaglandin and oxytocin receptors in parturition. Advances in Experimental Medicine and Biology, 449: 317-21.
21. Tajima, K., Fukuda, S. and Kotsuji, F. (2006): Regulation of progesterone production in the corpus luteum. Nippon Rinsho, 64(9): 426-9.

22.  Telleria, C.M., Stocco, C.O., Stati, A.O. and Deis, R.P. (1999): Progesterone receptor is not required for progesterone action in the rat corpus luteum of pregnancy. Steroids, 64(11): 760-6.

23. Thomas, C.M., Vandenberg, R.J., Deconing, H.J. and Leguin, R.M. (1978): Radioimmunoassays for prostaglandins. I. Technical validation of prostaglandin F2 alpha measurements in human plasma using sephadex G-25 gelfiltration. Prostaglandins, 15(5): 839-47.
24. Troedssson, M.H., Ababneh, M. and Ohlqren, A.F. (2003): Effect of periovulatory prostaglandin F2 alpha on pregnancy rates and luteal function in the mare. Teriogenology, 55(9): 1891-9.
25. Umo, I. (1975): Effect of prostaglandin f2 alpha on the ultrastructural and functional of sheep corpora lutea. Journal of Reproduction and Fertility, 43(2): 287-92.