مقایسه کیت تجاری الیزا با خنثی‌سازی سرم در تشخیص آلودگی به هرپس ویروس تیپ-1 در گاومیش

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 4، دوره 9، 3 (35) پاییز، آذر 1394، صفحه 219-229   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسندگان

ندا ارجمندی¹؛ محمد رحیم حاجی حاجیکلایی^{* 2}؛ مسعود رضا صیفی آبادشاپوری²؛ مریم داغری³

¹داﻧﺶ آﻣﻮﺧﺘﻪ داﻧﺸﻜﺪه داﻣﭙﺰﺷﻜﻲ، داﻧﺸﮕﺎه ﺷﻬﻴﺪ ﭼﻤﺮان اهواز، اهواز، ایران.

²استاد ﮔﺮوه ﻋﻠﻮم درﻣﺎﻧﮕﺎﻫﻲ، داﻧﺸﻜﺪه داﻣﭙﺰﺷﻜﻲ، داﻧﺸﮕﺎه ﺷﻬﻴﺪ چمران اهواز، اهواز، ایران.

³کارشناس ﮔﺮوه ﻋﻠﻮم درﻣﺎﻧﮕﺎﻫﻲ، داﻧﺸﻜﺪه داﻣﭙﺰﺷﻜﻲ، داﻧﺸﮕﺎه ﺷﻬﻴﺪ چمران اهواز، اهواز، ایران.

چکیده

به‌منظور مقایسه کیت تجاری الیزا با آزمایش خنثی­سازی سرم در تشخیص آلودگی به هرپس‌ویروس تیپ-1 در گاومیش‌های کشتارشده در کشتارگاه اهواز، از 150 رأس گاومیش (100 رأس نر و 50 رأس ماده) نمونه خون اخذ گردید. سرم‌ها پس از جداسازی، با استفاده از کیت­های تجاری الیزا و آزمایش خنثی‌سازی ویروس جهت مشخص نمودن آلودگی به BHV-1 (هرپس ویروس تیپ-1 گاوی) مورد آزمایش قرار گرفتند. از 150 رأس گاومیش تحت مطالعه 54 درصد (81 نمونه) و 7/58 درصد (88 نمونه) به ترتیب با استفاده از روش الیزا و خنثی‌سازی ویروس به BHV-1 آلوده بودند. تحلیل آماری داده­ها نشان داد که اختلاف معنی­داری بین روش الیزا و خنثی‌سازی ویروس در شناسایی پادتن ضد BHV-1 در سرم خون گاومیش وجود ندارد. 

کلیدواژه‌ها

گاومیش؛ الیزا؛ خنثی‌سازی ویروس؛ هرپس ویروس تیپ-1

اصل مقاله

مقدمه

   هرپس­ویروس تیپ-1 گاو (BHV-1) که ویروسIBR/IPV  نیز نامیده می‌شود، یک DNA ویروس در جنس واریسلا­ ویروس از خانواده هرپس‌ویروس­ها است. این ویروس در انواعی از کشت­های سلولی تکثیر می‌یابد و تغییرات سلولی مشخصی را ایجاد می‌کند که تشخیص و مطالعه­ بیماری­زائی،  همه­گیری­شناسی (اپیدمیولوژی) و فن‌آوری واکسن را تسریع می‌کند (Robert, 2001).

    IBR باعث مرگ در اثر اشکال تنفسی بیماری در تمام سنین، سقط‌های همه­گیر (اپیدمیک)، ناباروری، کاهش تولید، تورم پوستولی فرج و واژن، تورم عفونی غلاف قضیب و آنسفالیت می‌گردد. منبع اصلی عفونت ترشحات بینی، ترشحات اندام­های تناسلی، منی و مایعات جنینی و بافت­های آلوده می‌باشند. ویروس در اثر تماس مستقیم از طریق مجاری تنفسی و یا دستگاه تولید مثل وارد بدن می‌شود. آئروسل آلوده سبب انتشار شکل تنفسی و انتقال مقاربتی سبب انتشار شکل تناسلی بیماری می‌شوند (Smith, 2009). انتقال ویروس از طریق تنفسی بسیار سریع است. در اثر ورود یک رأس دام آلوده به یک دام­داری، دام­های آن دام­داری سریعاً آلوده می‌شوند، اما انتقال از طریق مقاربتی بسیار آهسته است. گاوهای آلوده به­صورت حامل باقی می‌مانند و تا مدت­ها ویروس را دفع می‌کنند. طیف وسیعی از عوامل مانند جابجائی دام‌ها، سیستم چرای مشترک، مسافرت و عوامل استرس­زا شرایط انتقال و آلودگی را بیشتر فراهم می‌کنند و باعث افزایش آلودگی سرمی به بیماری IBR می‌شوند (Robert, 2001).

در استرالیا توانسته­اند آلفا هرپس­ویروس گاومیش را با استفاده از روش محدودسازی DNA ویروس از BoHV-1  متمایز کنند و این نکته بر این دلالت دارد که ویروس گاومیش (BuHV-1 ) با ویروس گاوی(BoHV-1)  تفاوت دارد، در صورتی که از نظر ژنتیکی و آنتی­ژنی به­­هم مرتبط هستند. گاومیش­ها مستعد ابتلا به BoHV-1 و BuHV-1 می­باشند. نشان داده ­شده که واکسیناسیون علیه BoHV-1 سبب تحریک ایمنی و کمی محافظت علیه تکثیر ویروس BuHV-1 می­گردد (Amoroso et al., 2013).

   عفونت­های ناشی از BoHV-1 از اکثر کشورهای دنیا گزارش شده و عمدتاً گزارش­های اولیه در هر کشوری مبتنی بر آزمایشات سرولوژیک می‌باشد. بر همین اساس، مطالعات سرولوژی که در گاوها و گاومیش­های اهواز صورت گرفته حکایت از آلودگی به این ویروس در بین این دام­ها می­کنند. برای تعیین آلودگی در گاوها از روش الیزا و برای تعیین آلودگی در گاومیش­ها از روش خنثی­سازی سرم (VN) استفاده شده است (حاجی حاجیکلایی و صیفی آبادشاپوری، 1385 و 1386). با توجه به این­که روش الیزا روشی آسان و سریع می­باشد و روش خنثی­سازی ویروس  زمان­بر و نیاز به کشت سلول و امکانات و تجهیزات متناسب با کشت سلول می­باشد، از طرف دیگر، در مطالعه مامی و همکاران در سال 1394 نشان داده شد که آزمایش الیزا در مقایسه با آزمایش خنثی­سازی ویروس قادر به مشخص نمودن حضور پادتن ضد ویروس اسهال ویروسی گاو در سرم خون گاومیش نمی­باشد (مامی و همکاران، 1394). بنابراین، هدف از انجام این مطالعه مقایسه این دو روش (انجام آزمایش الیزا و خنثی­سازی سرم) در تعیین آلودگی به BHV-1 در گاومیش بوده است.

 

مواد و روش­ها

نمونه­گیری

   جهت انجام مطالعه حاضر، در حد فاصل ماه­های دی تا اسفند سال 1393 با مراجعه به کشتارگاه شهرستان اهواز، از تعداد 150 رأس گاومیش (100 رأس نر و 50 رأس ماده) بعد از ذبح خون­گیری به­عمل آمد. در این بررسی سن دام بر اساس فرمول دندانی تعیین گردید (FAO, 1977). با توجه به فرمول دندانی ثنایایی فک پایین، گاومیش­ها در 5  گروه، زیر 5/2 سال (تمام دندان­ها شیری)، 5/3-5/2 سال (یک جفت دندان دائم)، 5/4-5/3 سال (دو جفت دندان دائم) و5/4-5/5 سال (سه جفت دندان دائم) و بالای 5/5 سال (تمام دندان­ها دائم) تقسیم شدند.

جداسازی سرم­

   سرم­ها بعد از جمع­آوری شده به میکروتیوب های 5/1 میلی­لیتری (شماره­گذاری شده) انتقال و تا زمان انجام آزمایش الیزا و خنثی­سازی سرم در فریزر20- درجه­ سانتی­گراد نگه­داری شدند.

آزمایش الیزا

   در این مطالعه از کیت تجاری الیزا ساخت شرکت ID.vet فرانسه، به منظور شناسایی آنتی­بادی­های ویژه BHV-1 استفاده شده است. در این کیت تمامی حفرات پلیت الیزا با ویروس BHV-1  خالص پوشیده شده­اند. پس از افزودن نمونه­های آزمایش (سرم­های اخذ شده از گاومیش­ها) و کنترل (مثبت و منفی) به حفرات میکروپلیت، در صورت وجود آنتی­بادی علیه ویروس BoHV-1، کمپلکس آنتی­ژن- آنتی­بادی تشکیل می­گردد. پس از شستشو، کنژوگه­ علیه IgG نشخوارکنندگان به حفرات اضافه شد تا به آنتی­بادی­های سرمی متصل شده به ویروس اتصال یافته و سبب تشکیل کمپلکس آنتی­ژن– آنتی­بادی– کنژوگه گردد. پس از حذف کنژوگه­ اضافی به­کمک شستشوی میکروپلیت، محلول سوبسترا- کروموژن (TMB-H2O2) اضافه ­شد. نتیجه رنگ­پذیری (ظهور رنگ آبی) بستگی به مقدار آنتی­بادی اختصاصی موجود در نمونه­ آزمایش دارد. در حضور آنتی­بادی محلول آبی پس از اضافه کردن محلول متوقف کننده، به زرد تغییر­ رنگ می­یابد و در صورت عدم حضور آنتی­بادی تغییر رنگی مشاهده نخواهد شد. میکروپلیت­ها در طول موج 450 نانومتر قرائت و نتایج تفسیر گردید.

   طبق دستورالعمل شرکت سازنده کیت، اگر مقدار متوسط جذب نوری کنترل مثبت (ODpc) بیشتر از 350/0 و نیز نسبت بین مقادیر جذب نوری نمونه شاهد مثبت به شاهد منفی بیشتر از 3 باشد، آزمایش انجام گرفته معتبر تلقی می‌گردد.

   جهت بررسی و بیان این­که کدام­یک از نمونه­های گرفته شده حاوی آنتی­بادی ضد ویروس BHV-1 هستند، درصد S/P نمونه­ها به روش زیر محاسبه گردید:

   تفاضل میزان جذب نوری هر نمونه و میزان جذب نوری نمونه شاهد منفی تقسیم بر تفاضل میزان جذب نوری نمونه شاهد مثبت و منفی، ضربدر 100.

%S/P= 

   نمونه­هایی که S/P آنها کمتر از 50% بود منفی تلقی شدند. نمونه­هایی که S/P آنها بیشتر یا مساوی 50% و کمتر از 60% بود مشکوک تلقی شدند. نمونه­هایی که S/P آنها بیشتر یا مساوی 60% بود مثبت تلقی شدند.

آزمایش خنثی­سازی ویروس

   برای انجام آزمایش خنثی­سازی ویروس نیاز به تکثیر و تیتراسیون ویروس BHV-1 است که برای این منظور از تیره سلولی RBK به عنوان محیط کشت استفاده گردید. بدین منظور، 5/0 میلی‌لیتر از رقت 100/1 ویروس BHV-1 (رقیق شده در محیط‌ کشت RPMI حاوی 2 درصد سرم گوساله) در یک فلاسک کشت سلولی حاوی تک لایه سلولی RBK که در روز قبل با انجام تجدید کشت تهیه شده بود، منتقل گردید. بعد از کشت و تکثیر ویروس، تیتراسیون (عیار­سنجی) ویروس به­منظور آگاهی از عیار ویروس­های تهیه شده، جهت انجام آزمایش خنثی­سازی ویروس انجام گرفت. بدین منظور،سرم­ها به مدت 30 دقیقه در انکوباتور 37 درجه سانتی­گراد (به منظور غیر­فعال کردن کمپلمان) قرار داده شدند. ابتدا 50 میکرولیتر از هر سرم همراه با 50 میکرو­لیتر ویروس BoHV-1 حاوی 150TCID₅₀  در هر حفره افزوده شد و پلیت به مدت 24-18 ساعت در دمای 37 درجهسلسیوس قرار داده شد. پس از این مرحله در هر حفره 10 هزار عدد سلول RBK در 100 میکرولیتر (در محیط کشت RPMI حاوی 2 درصد سرم گوساله) افزوده شد و در پایان پلیت به­مدت 5 روز در انکوباتور حاوی 2 درصد CO2 در دمای 37 درجه سانتی­گراد گرم­خانه­گذاری شد. در طی این مدت پلیت­ها روزانه از نظر آثار تخریب سلولی (CPE) و در مقایسه با حفره­های شاهد سلول (فاقد ویروس) و شاهد ویروس مورد ارزیابی قرار گرفتند. سرم­هایی که قادر به خنثی کردن ویروس نبودند، منفی محسوب می­شدند و سرم‌هایی که از تکثیر ویروس جلوگیری کرده بودند، مثبت در نظر گرفته شدند.

تحلیل آماری داده­ها

   داده­های جمع­آوری شده، با استفاده از نرم افزار SPSS نسخه 16 به­طور توصیفی و تحلیلی با فاصله اطمینان 95% بررسی شدند. به­منظور تحلیل داده­ها از آزمایش مربع کای، آزمایش مک­نمار و آماره کاپا استفاده گردید.

 

یافته­ها

   در جدول 1 توزیع فراوانی موارد مثبت و منفی به روش الیزا و خنثی­سازی ویروس ارائه گردیده است. بررسی این جدول نشان می­دهد که آلودگی به هرپس ویروس تیپ 1 در گاومیش­های تحت بررسی به ‌طورکلی در روش الیزا و خنثی‌سازی ویروس به ترتیب 54 و 7/58 درصد بوده است. در آزمون مک­نمار این تفاوت معنی­دار نبود. آماره کاپا نیز برابر با 88/0 بود. حساسیت و ویژگی آزمایش الیزا نسبت به خنثی­سازی ویروس به­ترتیب 9/90 درصد و 4/98 درصد بیان شده است.

 

 

 

 

جدول 1- توزیع فراوانی موارد مثبت و منفی از نظر آلودگی به هرپس ویروس تیپ1 در گاومیش­های تحت بررسی به روش الیزا و خنثی‌سازی ویروس

خنثی‌سازی ویروس الیزا	مثبت	منفی	جمع
مثبت	80	1	81
منفی	8	61	69
جمع کل	88	62	150

  

 

   در جدول 2 توزیع فراوانی آلودگی به هرپس ویروس تیپ 1 در گاومیش به تفکیک سن و با روش خنثی‌سازی ویروس ارائه گردیده است. این جدول نشان می­دهد که به­ترتیب کمترین و بیشترین موارد مثبت مربوط به دامنه سنی زیر 5/2 سال و بیشتر از 5 سال است. رده سنی زیر 5/2 سال با رده سنی 5/3-5/2 سال و بالای 5 سال اختلاف معنی­دار داشت (001/0>p)، اما بین رده‌های سنی اول و سوم، دوم با سوم و سوم با چهارم اختلاف معنی­داری مشاهده نشد.

 

جدول 2- توزیع فراوانی مطلق و نسبی آلودگی به هرپس ویروس تیپ1 در گاومیش­های تحت بررسی به تفکیک سن (سال) با آزمایش خنثی­سازی ویروس

آلودگی سن	منفی		مثبت		جمع کل
	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی
5/2>	38	6/57	28	b4/42	66	44
5/3-5/2	9	3/27	24	a7/72	33	22
5/4-5/3	8	1/38	13	9/61	21	14
<5	7	3/23	23	a7/76	30	20
جمع کل	62	3/41	88	7/58	150	100

^*حروف کوچک متفاوت در ستون نشان­­دهنده تفاوت معنی­دار خمی­باشد (05/0>p).

 

 

   در جدول 3 توزیع فراوانی آلودگی به هرپس ویروس تیپ 1 در گاومیش­های تحت بررسی به تفکیک سن و با روش الیزا ارائه گردیده است. این جدول نشان می‌دهدکه در آزمایش الیزا، همانند آزمایش خنثی­سازی ویروس، رده سنی با آلودگی ارتباط معنی­دار دارد (001/0>p). هم­چنین، رده سنی کمتر از 5/2 سال با رده سنی 5/3-5/2 سال (001/0>p)، رده سنی 5/4-5/3 (05/0>p) و رده سنی بالاتر از 5 سال (001/0>p) اختلاف معنی­داری داشت.

 

 

جدول 3- توزیع فراوانی مطلق و نسبی آلودگی به هرپس ویروس تیپ1 در گاومیش­های تحت بررسی به تفکیک سن (سال) با آزمایش الیزا

آلودگی سن	منفی		مثبت		جمع کل
	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی
5/2>	45	2/68	21	c8/31	66	44
5/3-5/2	10	3/30	23	ab7/69	33	22
5/4-5/3	8	1/38	13	b9/61	21	14
<5	6	20	24	a80	30	20
جمع کل	69	46	81	54	150	100

^*حروف کوچک متفاوت در ستون نشان­­دهنده تفاوت معنادار می­باشد (05/0>p).

  

 

   در جداول­ 4 و 5 توزیع فراوانی آلودگی به هرپس ویروس تیپ 1 در گاومیش­های تحت بررسی به تفکیک جنس در آزمایش خنثی­سازی ویروس و الیزا ارائه گردیده است. بررسی این جدول­ها نشان می­دهد که فراونی نسبی موارد مثبت در جنس نر و ماده در آزمایش خنثی­سازی به ترتیب 62 و 52 درصد و در آزمایش الیزا نیز به ترتیب 58 و 46 درصد است که اختلاف معنی­داری بین این دو گروه سنی با استفاده از هر دو روش وجود ندارد.

 

 

جدول 4- توزیع فراوانی مطلق و نسبی آلودگی به هرپس ویروس تیپ1 در گاومیش­های تحت بررسی به تفکیک جنس در آزمایش خنثی‌سازی ویروس

آلودگی جنس	منفی		مثبت		جمع کل
	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی
نر	38	38	62	62	100	7/66
ماده	24	48	26	52	50	3/33
جمع کل	62	3/41	88	7/58	150	100

 

 

جدول 5- توزیع فراوانی مطلق و نسبی آلودگی به هرپس ویروس تیپ1 در گاومیش­های تحت بررسی به تفکیک جنس در آزمایش الیزا

آلودگی جنس	منفی		مثبت		جمع کل
	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی	مطلق	نسبی
نر	42	42	58	58	100	7/66
ماده	27	54	23	46	50	3/33
جمع کل	69	46	81	54	150	100

 

 

بحث و نتیجه­گیری

   از روش­های مختلفی مانند آزمایش خنثی­سازی ویروس، الیزا و ایمونوفلورسنت جهت مشخص نمودن حضور پادتن ضد ویروسBHV-1  در سرم خون گاو و گاومیش استفاده می­شود. آزمایش خنثی­سازی ­ویروس یک آزمایش استاندارد است و سایر روش­ها با این آزمایش سنجیده می­شوند. آزمایش خنثی­سازی ویروس از حساسیت و ویژگی بسیار بالایی برخوردار می­باشد. اگرچه روشی سخت بوده و نیازمند لوازم آزمایشگاهی خوب و افراد با­تجربه می­باشد و به­طور معمول 5 الی 6 روز طول می­کشد تا به­طور کامل انجام گیرد، اما بیشترین کاربرد آن به­عنوان یک آزمایش طلایی برای سنجش و ارزیابی سایر روش­ها می­باشد. آزمایش خنثی­سازی ویروس، به­طور کمی اثرات مهاری پادتن‌های اختصاصی را روی تکثیر ویروس در کشت‌سلول تعیین می­کند و کاربرد آن محدود به آزمایش­های ویروس­شناسی است. محققین مختلف حساسیت آزمایش خنثی­سازی ویروس در تشخیص سرمی BHV-1 را بین 98-94 درصد و ویژگی این آزمایش را حدود 96 درصد برآورد نموده­اند ( Lucas et al., 1986) ، که این ارقام جهت یک آزمایش سرمی ارقام مطلوبی به­حساب می­آیند، اما از آنجایی­که جهت انجام آزمایش خنثی­سازی ویروس نیاز به سوش زنده ویروس می­باشد و از طرفی فراهم آوردن امکانات آزمایشگاهی خاص مورد نیاز است، امکان انجام این آزمایش در کمتر جایی از ایران مقدور است. لذا، انجام این آزمایش در سطح کشور به­منظور تشخیص سریع بیماری با مشکلات بسیار فراوانی مواجه است. در این میان به­کار­گیری آزمایش­های ساده­تر مانند الیزا مورد توجه قرار گرفته­اند.

   الیزا برای تشخیص پادتن IgM نیز مفید است و آزمایش میکرو­الیزا برای تشخیص عفونت تازه با BHV-1 در گوساله­ها استفاده می­شود. در یک مقایسه آزمایشگاهی در اروپا، آزمایش خنثی­سازی ویروس و الیزا ویژگی و حساسیت بالایی را در مقایسه با سایر آزمایش­ها نشان داده­اند (Rodostits et al., 2007). به­منظور تعیین پادتن ضد ویروس BHV-1 در سرم، انواع مختلفی از کیت‌های تجاری الیزا وجود دارند. روش الیزا به­دلیل آن­که برای ارزیابی تعداد بسیار زیادی از نمونه­های سرمی مناسب است، به کشت­سلول نیاز ندارد، در مدت زمان کمی نتایج بسیار خوبی را به­دست می­آورد و به نسبت کاربردی که دارد ارزان قیمت­ می­باشد، باعث شده است تا نسبت به آزمایش خنثی­سازی ویروس مزیت بیشتری کسب کرده و به­عنوان روش جایگزین آن مورد استفاده قرار گیرد ((Riegel et al., 1987. نتایج حاصل از این مطالعه نشان داد که از مجموع 150 رأس گاومیش­های تحت­ مطالعه، در آزمایش خنثی­سازی ویروس و الیزا به­ترتیب 7/58 درصد و 54 درصد دارای پادتن ضد ویروس BHV-1 بودند. مقایسه نتایج آزمایش خنثی­سازی ویروس و الیزا نشان­ داد که بین این دو روش از نظر مشخص نمودن حضور پادتن ضد­ویروس BHV-1 اختلاف معنی­داری وجود ندارد و آماره کاپا برابر با 88/0 بوده است. حساسیت و ویژگی آزمایش الیزا نسبت به خنثی­سازی ویروس به­ترتیب 9/90 درصد و 4/98 درصد بیان شد، لذا از آزمایش الیزا می­توان جهت مشخص نمودن حضور پادتن ضدویروس BHV-1 در سرم خون گاومیش استفاده نمود.

   عفونت­های ناشی از BHV-1 از اکثر کشورهای دنیا گزارش شده است و عمدتاً گزارش­های اولیه هر کشوری مبتنی بر آزمایش­های سرم­شناسی می­باشد. در بررسی­های محدودی که طی سال­های گذشته در ایران صورت گرفته است، در ارتباط با حضور این ویروس با استفاده از آزمایش­های سرم­شناسی گزارش­هایی اعلام شده است. از آنجایی که بیماری IBR را بیماری سیستم گاوداری مدرن و صنعتی می­دانند، لذا وقوع این بیماری در کشورهای آسیایی یا آفریقایی به­عنوان هدیه­ای از جهان غرب تلقی می­گردد. از طرفی اولین گزارش­های ناشی از وقوع بیماری نیز در آمریکا بوده است. جالب آن است که اولین گزارش­های حاکی از حضور بیماری نیز با ورود گاوهای اصیل خارجی به­ویژه در گاوداری‌های اطراف تهران در دهه­ چهل مصادف می‌باشد (حضرتی، 1355؛ Karshoek et al., 1996).

   در بررسی کارگر و همکاران در سال 1381 میزان آلودگی به BHV-1 با استفاده از روش خنثی­سازی در گاومیش­های مستقر در مرکز تهیه اسپرم ارومیه 1/4 درصد به­دست آمد (کارگر و همکاران،1381). در مطالعه حاجی حاجیکلایی و صیفی آباد شاپوری در سال 1386 که روی 326 رأس گاو­میش ارجاعی به کشتارگاه اهواز انجام گرفت، با استفاده از روش خنثی‌سازی ویروس نشان دادند که 70/61 درصد از گاومیش­های تحت مطالعه دارای پادتن ضد­ویروس BHV-1 بودند (حاجی حاجیکلایی و صیفی آباد شاپوری، 1386). بررسی­های صورت گرفته در کشورهای دیگر نیز حکایت از آلودگی سرمی‌ گاومیش‌های آن کشورها دارد، به­طوری­که میزان آلودگی در گاو­میش و گاو، در سه ایالت هند به ترتیب 5/52 و 9/50 درصد گزارش گردید (Tautz et al., 1998). در مطالعه­ سیکلونا و همکاران که در سال 2007 روی 1867 رأس گاومیش از 155 گله با استفاده از آزمایش الیزا انجام گرفت، 42 درصد از گاومیش­ها از نظر BuHV-1 و 5/30 درصد از نظر BOHV-1 مثبت بودند (Scicluna et al., 2007). فراوانی آلودگی به BHV-1 در گاومیش­های ترکیه 5/80، در برزیل 25/87 و در مصر 53 درصد گزارش شده است (Albayrak et al., 2012; Carvalho et al., 2015; Yossef, 1997). همان­طور که ملاحظه می‌شود فراوانی آلودگی در بین کشورهای مختلف متفاوت می‌باشد.  به­علت طبیعت خاص این بیماری و پنهان بودن چهره ­بالینی آن، عدم بروز علائم ­بالینی جالب توجه در بررسی­های درمانگاهی و پیچیدگی­های تشخیص آزمایشگاهی، هیستوپاتولوژیک و ایمونوهیستوشیمی، این بیماری گسترش وسیعی در کشورهای مختلف دارد. نکاتی مانند وجود دام‌های آلوده‌ای که ویروس را طی دوره­ بیماری به سایر حیوانات منتقل می­نمایند، وجود دام­های مبتلا به عفونت نهفته و نمایان شدن علائم­ بالینی بیماری به­محض بروز استرس، احتمال آلودگی از طریق فرآورده‌های زیست­شناختی (بیولوژیک) مثل واکسن‌‌های زنده و انتقال از طریق اسپرم آلوده، اندازه گله، انجام ندادن اقدامات کنترلی برای بیماری و جفت‌گیری طبیعی در توجیه اختلاف از نظر میزان آلودگی بین کشورهای مختلف مورد توجه قرار گرفته‌اند (McDermott et al., 1997; Motha et al., 1998; Yossef et al., 1997; Rodostits et al., 2007; Tekes et al., 1999). با توجه به آن­که اصولاً برنامه مدونی جهت واکسیناسیون علیه این بیماری در سطح کشور وجود ندارد، لذا مشاهده هر گونه عیار سرمی در خون گاوها نشان از آلودگی با BHV-1 خواهد بود و با توجه به طبیعت بیماری که از الگوی بیماری­ هرپس­ویروس­ها تبعیت می­کند، به­دنبال آلودگی حیوان، BHV-1 هم­چنان در دستگاه عصبی باقی­ مانده و در هنگام بروز استرس مجدداً به­شکل فعال نمایان خواهند شد، به­طوری که جهت تشخیص بیماری IBR به­شکل مخفی در گاوهای نر وارداتی با تزریق کورتیکو­استروئید­ها در طی دوران قرنطینه می­توان گاوهای نر مبتلا به­شکل مخفی بیماری را (که فاقد عیار سرمی نیز می­توانند باشند) پس از ظهور علائم­ بالینی تشخیص داده و مجزا نمود. نکته حائز اهمیت در اینجا حضور تعدادی از گاوها است که علی­رغم آلوده بودن به ویروس، فاقد هر گونه عیار سرمی هستند (Ferankenak, 1997; Karshoek et al., 1996).

   از آنجایی که این مطالعه روی گاومیش­های ارجاعی به کشتارگاه اهواز صورت گرفته است، اطلاعات دقیقی از وضعیت نگه­داری آن­ها در دسترس نمی­باشد. هرچند که با مراجعه نگارندگان به محل­های نگه­داری گاومیش در شهر اهواز جهت درمان گاومیش­های بیمار می­توان بر این امر تأکید نمود که سیستم پرورشی و نگه­داری آنها تقریباً یکسان بوده و تاثیر قابل ملاحظه­ای روی اختلاف در فراوانی آلودگی بین این مناطق نمی­گذارد. از طرف دیگر، مطالعات صورت گرفته در سایر کشورها روی گاو­میش نیز به این موضوع نپرداخته­اند.

   لازم به تأکید است که در بیماری­های عفونی که به‌طور مستقیم موجب مرگ دام نمی‌شوند، به موازات افزایش سن به­دلیل احتمال افزایش برخورد با عامل بیماری­زا احتمال وقوع آلودگی در حیوانات نیز زیادتر می‌شود و ارتباط معنی­دار و مثبتی بین سن و آلودگی وجود دارد (همت زاده و همکاران، 1381؛ McDermott et al., 1997; Riegel et al., 1987). در بعضی از مطالعات ارتباط معنی­داری بین سن و آلودگی وجود نداشته و عدم ارتباط بین سن و آلودگی را به بالا بودن فراوانی ابتلا به این بیماری در مقایسه با پایین بودن مرگ و میر ناشی از آن نسبت داده­اند، به­طوری که ممکن است در یک دام­داری میزان واگیری به 100 درصد برسد که در این شرایط ارتباط بین سن و آلودگی از بین می­رود (Kampa, 2006، حاجی حاجیکلایی و صیفی آبادشاپوری، 1385).

   نتایج حاصل از این مطالعه نشان می­دهد که فراوانی آلودگی به BHV-1 در گاومیش­های تحت بررسی در اهواز تقریباً مشابه مطالعات قبلی (حاجی حاجیکلایی و صیفی آبادشاپوری، 1386) است که روی این دام در اهواز صورت گرفته است. از آن­جایی­که در مطالعه قبلی فقط از روش آزمایش خنثی­سازی ویروس استفاده گردید و در این مطالعه علاوه بر آزمایش خنثی­سازی ویروس از آزمایش الیزا هم استفاده شد و بررسی­های آماری نشان داد که اختلافی بین این دو روش از نظر نشان دادن میزان آلودگی گاومیش­ها به BHV-1 وجود ندارد، یا به عبارت دیگر هر دو روش قادر به برملا نمودن وجود پادتن ضد ویروس BHV-1 در سرم خون گاومیش می­باشند و از طرف دیگر به دلیل اینکه روش خنثی­سازی ویروس زمان­بر و نیاز به کشت سلول و امکانات و تجهیزات متناسب با کشت سلول می­باشد و این امکانات در همه آزمایشگاها وجود ندارد، لذا می‌توان توصیه نمود به جای آن از آزمایش الیزا که روشی آسان و سریع می­باشد استفاده شود.

مراجع

• حاجی حاجیکلایی، م.ر. و صیفی آباد شاپوری، م.ر. (1386).بررسی سرواپیدمیولوژی آلودگی با هرپس ویروس تیپ 1 (BHV-1) در گاوهای اهواز. مجله دامپزشکی ایران، دوره 2، شماره 2، صفحات: 32-23.
• حاجی حاجیکلایی، م.ر. و صیفی آباد شاپوری، م.ر. (1385). فراوانی حضور آنتی­بادی برعلیه اسهال ویروسی گاو و هرپس ویروس تیپ 1 در گاومیش­های کشتار شده در کشتارگاه اهواز. طرح تحقیقاتی شماره 641.
• حضرتی، ح. (1355). هرپس ویروس های گاوی و نقش بیماری زایی آنها. نشریه شماره 22 سازمان تحقیقات کشاورزی انستیتو رازی.
• کارگر، م.ر.، بکائی، س. و شکوه، م. (1381). بررسی میزان شیوع پادتن‌‌های ضد ویروس‌های BLV, BH4 , IBR, BVD, PI3  در گاومیش های مستقر در مرکز تهیه اسپرم در ارومیه. پژوهش و سازندگی، شماره 2، جلد 15، صفحات 23-16.
• مامی، ف.، حاجی حاجیکلایی، م.ر. و صیفی آباد شاپوری، م.ر. (1394). مقایسه کیت تجاری الیزا با آزمایش خنثی سازی ویروس جهت تعیین آنتی بادی ضد ویروس اسهال ویروسی گاو در گاومیش. مجله دامپزشکی ایران. در دست چاپ.
• همت­زاده، ف.، ممتاز، ح.، تاج بخش، ا. و صفری، ح. (1381). بررسی سرولوژی ‌آلودگی به ویروس IBR در گاوداری های استان چهارمهال بختیاری. پژوهشی و سازندگی، شماره 2، جلد 15، صفحات: 43-38.
  • Amoroso, M.G., Corrado, F., Carlo, E. De., Lucibelli, M.G., Martucciello, A., Guarino, A., et al. (2013). Bubaline herpesvirus 1 associated with abortion in a Mediterranean water buffalo. Research Veterinary Science 94: 813-816.
  • Castrucci, G., Ferrari, M., Osburn, B.I., Frigeri, F., Barreca, F., Tagliati, S., et al. (1996). Further investigations on the efficacy of a nonspecific defense inducer evaluated in calves exposed to infectious bovine-rhinotracheitis virus. Comparative Immunology, Microbiology and Infectious Disease, 2(21): 155-163.
  • Albayrak, H., Ozan, E., Beyhan, Y.M., Kurt, M. and Kilicoglu, Y. (2012). A serological Investigation of Some Aetiological Agents Associated with Abortion in Domestic Water Buffalo (Bubalus bubalis Linneaus, 1758) in Samsun Province of Northern. Atatürk Üniversitesi Veteriner Bilimleri Dergisi, 7(3): 155-160
  • Carvalho, O.S., Gonzaga, L.N.R., Albuquerque, A.S., Bezerra, D.C. and Chves, N.P. (2015). Ocuurence of Brucella abortus, Leptospira interrogans and bovine herpesvirus type 1 in buffalo (Bubalus bubalis) herd under extensive breeding system. African Journal of Microbiology Research, 9(9): 593-603.
  • Ferankenak, F.P. (1997). Probability of detecting antibodies to BHV-1 in bulk milk after production of a positive animal on to negative farm. Journal of Veterinary Record, 140: 90-92.
  • Karshoek, M.J., Rijsew, J.K. and Vanairschat, J.T. (1996). Persistent of antibodies against BHV-1 and Virus reactivation two to three years after infection. Veterinary Microbiology, 53: 103-110.
  • Kampa, J. (2006). Epidemiology of Bovine viral diarrhea virus and bovine herpesirus type 1 Infections in dairycattle herds, evidence of self-clearance and detection of infection with a new atypical pestivirus. Doctoral thesis Swedish University of Agricultural Sciences Uppsala, pp: 17-21
  • Lucas, M.H., Westcott, D.G. and Edwards, S. (1986). Immunofluorescence and cell culture techniques in the diagnosis of viral infection of abortive fetus. Journal of Veterinary Record, 114: 243-242.
  • McDermott, J.J., Kadohira, M., Ocallaghan, C.J. and Shoukri, M. (1997). A comparison of different Models for assessing Variations in the sero-prevalence of infectious bovine rhinotracheitis by farm, area and district in Kenya. Preventive Veterinary Medicine, 32: 219-234.
  • Motha, M.X.Y and Hansen, M.F. (1998). Prevalence of IBR (infectious bovine rhinotracheitis), PI₃ (parainfluenza type 3), BRS (bovine respiratory syncytial) and BCV (bovine coronavirus) infections in the dairy cattle population of New Zealand. New- Zealand Veterinary Journal, 46(6): 239-240.
  • Riegel, C.A., Ayers, V.K. and Collins, J.K. (1987). Rapid, sensitive, competitive serologic enzyme-linked immunosorbent assay for detecting serum antibodies to bovine herpesvirus type 1. Journal of Clinical Microbiology, 25(12): 2418-2421.
  • Robert, F.K. (2001). Viral Disease of Cattle. Second edition. USA: Iowa State, University Press, pp: 113-126, 159-170.
  • Rodostits, O.M., Gay, C.C., Hinchcliff, K.W., and Constable, P.D. (2007). Veterinary Medicine. 9th ed., London: W.B. Saunders, pp: 1085-1105.
  • Scicluna, M.T., Saralli, G., Bruni, G., Sala, M., Cocumelli, C., Caciolo, D., et al. (2007). Epidemiological situation of Herpesvirus infections in buffalo herds: Bubaline Herpesvirus1 or Bovine Herpesvirus1. Italian Journal of Animal Science, 6: 845-849.
  • Smith, B.P. (2009). Large Animal Internal Medicine. 2nd ed., London: Mosby, 635-636, 809-814.
  • Tautz, N., Meyers, G. and Thiel, H.J. (1998). Pathogenesis of mucosal disease a deadly disease of cattle caused by a pestiviruse. Clinical and Diagnostic Virology, 10: 121-127.
  • Tekes, L., Markos, B., Kecskemeti, S., Meheshalvi, J., Mate, Z. and Kudron, E. (1999). Prevalence of bovine herpesvirus 1(BHV-1) infection in Hungarian cattle herds. Acta Veterinary Hungarica, 47(3): 303-309.
  • Yossef, N.M.A. (1997). Prevalence of antibodres to bovine res piratory syncytial virus, infectious bovine rhinotracheitis and parainflaenza-3 in Cattle and buffalo calves. Egyptian Journal of Agriculture Research, 75(4): 1135-1146.
  • FAO. (1977). Animal Production and Health, the Water Buffalo, 4: 109-111.