ارزیابی اثرات تنش شوری بر فتوسنتز و فلورسانس کلروفیل a در گیاه جو

زیست شناسی تکوینی

مقاله 4، دوره 8، شماره 1 - شماره پیاپی 29، اسفند 1394، صفحه 35-44   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

چکیده

شوریخاکوآبآبیاریازمهم­ترینعواملمحدودکنندهتولیدگیاهانزراعیدرمناطقخشکونیمهخشکدنیااست. باتوجهبهافزایشروز­افزونشوریآبوخساراتناشیازآنبرتولیداتگیاهی،بررسیاثراتشوریبرگیاهانزراعیوشناساییارقاممقاوم،امری مهممی­باشد.برای بررسی اثر شوری بر کارایی فتوسنتزی رقم­های جو، گیاهچه­های رقم­های دشت، سهند، لیسیوی و صحرا در محیط هیدروپونیک کشت شده و با غلظت­های مختلف شوری نمک کلریدسدیم(50 و 100 میلی­مولار) تیمار شدند. پارامتر­های مختلف کینتیک القایی فلورسانس کلروفیل a شامل F₀، Fm، Fv/Fm، Area، PI، DI/RC، RC/CS، TR/ABS و DI/ABSو میزان رنگیزه­های فتوسنتزی اندازه گیری شد. تمامی رنگیزه­ها پس از تیمار با شوری کاهش یافتند که بیشترین کاهش در رقم سهند مشاهده شد. با افزایش تنش، فلورسانس کلروفیل aدر رقم­های مورد مطالعه افزایش یافت و کارایی دستگاه فتوسنتزی را بطور معنی­داری کاهش داد. در تنش شوری پارامترهای F₀، Fm و Area افزایش یافت و از شاخص کارایی فتوسنتزی (PI) کاسته شد. نسبت Fv/Fm که شاخصی برای تاثیر تنش­ها بر گیاهان می­باشد کاهش یافت که کمترین کاهش در رقم دشت مشاهده شد. همچنین تعداد مراکز واکنش فعال و مقدار انرژی به­دام افتاده توسط دستگاه فتوسنتزی رقم­های جو کاهش یافت که این امر موجب افزایش هدر رفت انرژی در مراکز واکنش فتوسیستم II گردید. در بین رقم­های مورد مطالعه رقم دشت بسیار اندک تحت تاثیر تنش شوری قرار گرفت در حالی که رقم سهند بسیار به تنش حساس بود و کارایی فتوسنتز آن مختل شد.

کلیدواژه‌ها

تنش شوری؛ جو؛ فتوسنتز؛ فلورسانس کلروفیل a؛ Fv/Fm؛ PI

اصل مقاله

جو (Hordeumvulgare L.) یکی از مهم­ترین غلات می­باشد و در بیش از صد کشور جهان به­عنوان یک گیاه زراعی سود­آور کشت می­شود. زراعت جو بیشتر برای تولید دانه، جهت تغذیه دام و صنایع تخمیری می‌باشد. در میان غلات، جو پس از گندم، برنج و ذرت، بیشترین میزان تولید را داشته و نزدیک به 30% تولیدات غله جهان را به­خود اختصاص داده است ]10[. گیاه جو دامنه سازگاری وسیعی دارد. این گیاه در مناطقی که غلات دیگر به دلیل بارندگی کم، شوری خاک، ارتفاع زیاد از

سطح دریا، سرما و گرمای هوا به خوبی رشد

نمی‌کنند، کشت می‌شود ]8[.

تنش­های محیطی از عمده عوامل کاهش دهنده رشد و عملکرد محصولات کشاورزی در سطح جهان هستند. پس از تنش خشکی، تنش شوری یکی از مهم­ترین تنش­ها به­شمار می­آید ]22[.  کمبود منابع آب شیرین و استفاده از آب های شور یا آب‌های با کیفیت پایین برای آبیاری، موجب افزایش شوری خاک می‌گردد، که این مسئله میزان تولید محصول را تحت تاثیر خود قرار می دهد ]35[. با توجه به اینکه بیشتر گیاهان زراعی غیرهالوفیت هستند و تحمل کمی به شوری دارند. میان بالای شوری می­تواند روی فرایندهای فیزیولوژیک گیاهان تاثیر داشته باشد ]24 و34[.  تنش شوری از رشد گیاهان می­کاهد و تولید محصول هم در نتیجه بر هم خوردن تعادل در جذب عناصر ضروری و آب و ایجاد تنش اکسیداتیو کاهش می‌یابد ]25 و 30[.شوری روابط آبی و یونی را توسط اثرات یونی و اسمزی خود تحت تاثیر قرار می دهد. به علاوه تنش‌های محیطی نظیر شوری و خشکی منجر به افزایش گونه‌های فعالاکسیژن(ROS) می‌گردند و در نتیجه تنش اکسیداتیو رخ می‌دهد ]31[.

پاسخ گیاهان به تنش شوری پیچیده است و بستگی به عوامل گوناگونی نظیر نوع و غلظت املاح، مرحله رشد گیاه، پتانسیل ژنتیکی گیاه و عوامل محیطی دارد. رشد گیاه و تولید زی­توده به میزان فتوسنتز خالص بستگی دارد و تنش شوری بسته به شدت آن بر فتوسنتز تاثیر می‌گذارد. البته گزارش‌هایی نیز حاکی این مطلب هستند که کاهش فتوسنتز به نوع گیاه و غلظت نمک بستگی داشته و حتی در غلظت‌های پایین نمک بر شدت فتوسنتز افزوده می‌شود ]30[.

کارآیی فتوسنتز به توالی فرآیندهای متابولیسمی

نظیر واکنش­های فتوشیمیایی، آنزیم­های دخیل در تثبیت کربن، ساختار دستگاه فتوسنتزی و انتقال حد واسط­های فتوسنتزی بین اجزای سلولی بستگی دارد. بنابراین در تنش شوری آن­چه فتوسنتز را تحت تاثیر قرار می­دهد، کاهش میزان رنگیزه­های فتوسنتزی، کاهش سطح برگی (کاهش سطح فتوسنتزی)، کاهش فراهمی CO₂ به علت بسته شدن روزنه­ها (کاهش هدایت روزنه­ای)، کاهش هدایت مزوفیلی (به علت کاهش نفوذ پذیری غشا به CO₂ به علت دهیدراته شدن غشاهای سلولی)، تغییر در فعالیت آنزیم ها به علت تغییرات در ساختار سیتوپلاسمی (آنزیم­های روبیسکو و چرخه کلوین)، سمیت نمک، افزایش پیری القا شده توسط شوری و آسیب اکسیداتیو به غشاهای فتوسنتزی می باشد. شوری بر آناتومی برگ و زیر ساختارهای کلروپلاستی نیز تاثیر می­گذارد، بنابراین فتوسنتز تحت تاثیر این عوامل نیز قرار می­گیرد. علاوه بر این بسیاری از آنزیم­های دخیل در مراحل گلیکولیز و آنزیم­های تنفسی و زنجیره انتقال الکترون میتوکندریایی و به طور کلی متابولیسم کربن تحت تاثیر شوری قرار می­گیرد ]28 و 30[.

در زنجیره انتقال الکترون، فتوسیستم II نسبت به تنش­های محیطی از فتوسیستم I حساس­تر می­باشد. ]1[. یکی از دلایل حساسیت فتوسیستم II به تنش­های محیطی، وجود کمپلکس تجزیه­کننده آب در این فتوسیستم است. در همین راستا محققان گزارش کردند که اختلال در کارایی فتوسنتز بیشتر مربوط به فتوسیستم II است]41[. شوری فعالیت فتوسیستم II را به­میزان زیادی کاهش می­دهد و اختلال در انتقال الکترون چرخه کینونی که در ارتباط با فتوسیستم II می­باشد، عملکرد کوانتومی را کاهش می­دهد ]21[. همچنین پروتئین­های D₁ و D₂ فتوسیستم II نیز در شرایط تنش آسیب می­بیند. این پروتئین­ها از اجزای اصلی این فتوسیستم می­باشند و تخریب آن­ها بازدارندگی نوری را در پی دارد ]4 و 17[.در حالت کلی فلورسانس کلروفیل a، یک شاخص فیزیولوژیک معتبر برای مشخص نمودن تغییرات القا شده در دستگاه فتوسنتزی می­باشد. بدون تخریب بافت گیاهی عملیات ارزیابی این شاخص در کمترین زمان صورت می­گیرد. به­علاوه با استفاده از این تکنیک می­توان تعداد زیادی ژنوتیپ را در مدت زمان کوتاهی ارزیابی نمود ]32[.

بخش­های ابتدایی منحنی تغییرات فلورسانس کلروفیل a با سه مرحله کینتیکی OJ، JI و IP نشان داده می­شود و احیا یا اکسید شدن متوالی خزانه انتقال الکترون را در فتوسیستم II نشان می­دهد]42[. مراحل OJ و JI مربوط به تجمع فرم احیای ناقل Q_A(Q^-_A) و وضعیت مراکز واکنش فتوسیستم شامل فرآیندهای فتوشیمیایی و فتوالکتروشیمیایی است و مرحله IP مربوط به احیای پلاستوکوئینون می­باشد ]6 و 15[. آزمون OJIP مبتنی بر جریان انرژی در غشای تیلاکوئیدی است و برای بررسی تغییرات دستگاه فتوسنتزی در تنش­های گوناگون در حوزه­های مختلف زیست گیاهی مورد استفاده قرار می­گیرد ]38[. تحقیقات نشان داده است که برخی از پارامترهای فلورسانس کلروفیل a، نشانگر مفیدی برای بررسی میزان تحمل گیاه جو به شرایط نا مساعد محیطی است و می­تواند در به­نژادی این گیاه زراعی مورد استفاده قرار گیرد ]7، 14، 16، 19 و 29[. همچنین مانز و جیمز  نشان دادند که در گیاه گندم پارامترهای F_m و F_v/F_m، شاخص­های بسیار حساسی به آسیب تنش شوری می­باشند]26[.

در این تحقیق برآنیم تا اثرات تنش شوری روی

فرآیندهای بیوانرژتیک فتوسنتز را در ارقام مختلف جو مطالعه کنیم و همچنین تاثیر میزان مقاومت ارقام مختلف جو به تنش شوری در تغییرات فلورسانس کلروفیل بررسی نماییم.

 

مواد و روش­ها

این آزمایش روی چهار رقم جو به نام­های دشت، لیسیوی، صحرا و سهند که از موسسه تحقیقات اصلاح و تهیه نهال و بذر کرج تهیه شده بود، به­صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار انجام گرفت. تیمار­های آزمایشی شامل 3 سطح شوری صفر (شاهد)،100 و200 میلی‌مولار در نظر گرفته‌ شد. محلول‌های مورد نظر از طریق حل کردن مقادیر مشخصی از نمک کلرید­سدیم (NaCl) درآب مقطر تهیه شدند.

برای انجام این آزمایش بذرها به روش هیدروپونیک در محلول غذایی هوگلند کشت شدند. به­منظور کاهش نقش ذخایر بذر بر قدرت اولیه گیاهچه­ها و داشتن گیاهچه­های یکسان و مطلوب، بذر­های ارقام جو که دارای وزن یکسان بودند برای کشت انتخاب شدند. قبل از کشت، بذر­ها با محلول هیپوکلریت سدیم 5% ضدعفونی شدند.پس از جوانه زدن، گیاهچه­های هم‌اندازه در محلول غذایی هوگلند قرار داده شدند. ترکیبات دارای عناصر غذایی پر مصرف مورد استفاده در طول دوره رشد گیاهچه­های جو شامل Ca(NO₃)، KNO₃، MgSO₄ و KH₂PO₄ بود که به­ترتیب در مقادیر 5/2، 3، 5/1 و 17/0 میلی‌مولار به­کار رفتند. ترکیبات دارای عناصر غذایی کم مصرف شامل: FeSO₄، H₃Bo₃، MnSO₄، ZnSO₄، CuSO₄ و H₂MoO₄ بود و به­ترتیب در مقادیر 50، 23، 5، 4/0، 2/0 و 1/0 میکرومولار استفاده شدند ]13[. گیاهچه­های جو تا مرحله 2 تا 3 برگی با محلول 50% و سپس با محلول کامل تغذیه شدند. 

پس از رسیدن گیاهچه­ها به مرحله 4 تا 5 برگی با استفاده از کلرید سدیم، تنش شوری 100 و 200 میلی­مولار در لیتر اعمال گردید. گیاهچه­ها به­مدت 10 روز در شرایط مذکور رشد نمودند سپس پارامترهایفلورسانس کلروفیل a در برگ­های سالم و کاملا رشد یافته با استفاده از دستگاهHandy PEA (مدلHansatech UK) اندازه­گیری شد.پارامتر­های منحنیOJIP از مقادیر متغییر فلورسانس در زمان­های 50 و 300 میکروثانیه و 2 و 30 میلی­ثانیه با استفاده از نرم‌افزار Handy PEA (V1.30,2001)محاسبه شد. اندازه‌گیری مقدار رنگیزه‌های فتوسنتزی شامل کلروفیلb ,a، کلروفیل کل و کاروتنوییدها (کاروتنویید و گزانتوفیل) با استفاده از روش لیچتیندالر انجام شد. 2/0 گرم از برگ‌های فریز شده انتهای گیاه (که با استفاده از نیتروژن مایع فریز شده و در فریزر با دمای 80- درجه‌سانتی گراد نگهداری شده بودند.) در 15 میلی‌لیتر استن 80 درصد هموژن شده و پس از صاف کردن، جذب آن ها با اسپکتروفتومتردر طول موج‌های 8/646، 20/663 و 470 نانومتر خوانده شد و غلظت رنگیزه‌ها با استفاده از فرمول های زیر محاسبه شد و بر حسب میکرو‌گرم بر گرم وزن‌تر گزارش گردید]20[.

 (chla) = 12.25 A_663.2 – 2.79 A_646.8کلروفیل a

(chlb) = 21.21 A_646.8 – 5.1 A_663.2 کلروفیلb

= (1000A₄₇₀ -1.8 chla - 85.02 chlb)کارتنوئید

/198.

 

تمامی نمودارها با استفاده از نرم افزار Excel رسم شد و محاسبات آماری با استفاده از نرم افزار Spss و مقایسه میانگین با آزمون چند دامنه دانکن انجام شد.

 

نتایج و بحث

نتایج نشان می­دهد پس از رشد گیاهچه­ها در شوری، رنگیزه های فتوسنتزی بطور معنی­داری نسبت به شاهد در همه ارقام جو کاهش یافت. بیشترین کاهش کلروفیل a، کلروفیل bو کاروتنوییدها در رقم سهند مشاهده شد که نسبت به شاهد به ترتیب 40، 33 و 70 درصد نسبت به شاهد کاهش یافت (جدول 1). در بین ارقام مورد مطالعه، رقم دشت، کمترین کاهش در رنگیزه­ها را نشان داد (به ترتیب 14، 8 و 18 درصد).

تغییرات غلظت کلروفیل به­عنوان یک واکنش کوتاه مدت در برابر تنش در­نظر گرفته می­شود. در تنش شوری، به­علت افزایش بیش از حد یون سدیم، کلروفیل آسیب دیده و تخریب می­شود. دلیل دیگر کاهش میزان کلروفیل، کمبود منیزیم می­باشد. کاهش این عنصر در تنش شوری، می­تواند کاهش کلروفیل را توجیه کند. کمبود منیزیم سبب کاهش فعالیت آنزیم منیزیم کلاتاز می­شود که در وارد نمودن منیزیم به پروتوپورفیرین IX و تبدیل آن به کلروفیل نقش دارد ]2[. به­طور کلی کاهش در میزان کلروفیل یک شاخص برای نشان دادن آسیب به رشد و توسعه گیاه است ]36[.کارتنوئید­ها به­عنوان گیرنده کمکی نور در فتوسنتز فعالیت دارند. این رنگیزه­ها نور آبی را جذب می­کنند و کلروفیل را در برابر اکسیداسیون نوری محافظت می­کنند. علاوه بر این کارتنوئید­ها در چرخه گزانتوفیل ایفای نقش نموده و از تخریب کلروفیل جلوگیری می­کنند ]30 و 33[.

 

 

جدول 1: تاثیر تیمارهای شوری (NaCl) بر مقدار کلروفیل (bو a) و کاروتنویید برگ. مقادیر میانگین 3 تکرار ± انحراف استاندارد است. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی دار در سطح P≤ 0/05 است

		کلروفیل a میلی­گرم بر گرم وزن تر	کلروفیل b میلی­گرم بر گرم وزن تر	کارتنوئید میلی­گرم بر گرم وزن تر
	دشت	23/0±29/8b	098/0±2/73a	16/0±22/3a
شاهد	لیسیوی	35/0±8/7c	11/0±2/73a	077/0±14/3a
	صحرا	26/0±7/8a	075/0±2/54c	13/0±9/2ab
	سهند	13/0±8/7c	036/0±2/63bc	85/0±48/2ab
شوری 50	دشت	16/0±85/7c	088/0±62/2ab	045/0±3a
میلی­مولار	لیسیوی	12/0±19/6e	063/0±52/2c	11/0±85/2ab
	صحرا	98/0±22/8b	091/0±2/2e	075/0±32/2bcd
	سهند	19/0±01/6e	085/0±32/2d	049/0±75/1de
شوری 100	دشت	21/0±12/7d	12/0±5/2c	099/0±65/2bc
	لیسیوی	11/0±44/5f	014/0±16/2e	064/0±21/2cd
میلی­مولار	صحرا	14/0±68/5f	01/0±74/1f	98/0±02/1e
	سهند	22/0±68/4g	073/0±75/1f	035/0±76/0f

 

 

 

شدت فلورسانس در رقم­های جو، با افزایش سطح شوری بطور معنی­داری افزایش یافت. با افزایش شوری، فلورسانس اولیه (F₀) و فلورسانس ماکزیمم (F_m) افزایش یافت (جدول 2). میزان فلورسانس اولیه رقم­های دشت و لیسیوی 7 درصد نسبت به شاهد افزایش یافت درحالی که این میزان در رقم لیسیوی 9 درصد بود. بیشترین افزایش فلورسانس اولیه در رقم سهند مشاهده شد (13 درصد). افزایش فلورسانس اولیه به دو دلیل روی می­دهد. افزایش تعداد مراکز واکنش غیرفعال و اختلال در انتقال الکترون از Q_A احیاشده و همچنین کاهش انتقال انرژی از کمپلکس جمع‌آوری کننده نور (LHC II) به مراکز واکنش PSII منجر به افزایش فلورسانس می­شود ]11[. بیشترین میزان فلورسانس در رقم سهند مشاهده شد که نسبت به شاهد 21 درصد افزایش یافته بود در حالی که این افزایش در رقم دشت معنی­دار نبود. میزان فلورسانس ماکزیمم در رقم­های لیسیوی و صحرا به ترتیب 7 و 12 درصد افزایش یافت. محققان براین باورند کهکاهش فلورسانس ماکزیمم مربوط به انباشت حالت اکسید ناقل P₆₈₀ و کاهش ظرفیت کینون احیا Q_A یا پلاستوکینون است ]9 و 41[.

نسبت فلورسانس متغیر به فلورسانس ماکزیمم (F_v/F_m)، کارایی کوانتومی فتوسیستم II در تبدیل نور جذب شده به انرژی شیمیایی را نشان می­دهد. نسبت F_v/F_m در همه رقم­ها کاهش یافت اما این کاهش تنها در شوری 100 میلی­مولار معنی­داری بود. در رقم­های دشت و صحرا نسبت F_v/F_m تنها 7 درصد کاهش یافت. بیشترین کاهش در رقم سهند به میزان 14 درصد مشاهده شد. میشرا و همکاران در گیاهچه­های لوبیا کهتحت تنش شوری 100 تا 300 میلی­مولار قرار گرفته بودند نتایج مشابهی مشاهده کردند]23[.در شرایط طبیعی نسبت F_v/F_mدر بیشتر گیاهان حدود 83/0 است ]5[. کاهش این نسبت اغلب به دلیل آسیب به فتوسیستم II رخ می­دهد ]3[. تنش شوری مراکز واکنش فعال را کاهش می­دهد و از این طریق کارایی فتوسنتز کاهش پیدا می­کند ]27[.

سطح زیر منحنی آزمون OJIP با افزایش سطح تنش، بطور معنی­داری کاهش یافت. در بین رقم­ها، کمترین کاهش سطح زیر منحنی در تنش شوری، در رقم دشت با حدود 16 درصد مشاهده شد. در رقم‌های لیسیوی و صحرا، سطح زیر منحنی به ترتیب 23 و 30 درصد کاهش یافت. بیشترین کاهش در سطح زیر منحنی OJIP به میزان 55 درصد در رقم سهند مشاهده شد.

سطح زیر منحنی OJIP-تست حجم خزانه کینون‌های گیرنده الکترون را نشان می­دهد. کاهش حجم خزانه کینون که به دلیل مهار انتقال الکترون از مراکز واکنش به پلاستوکینون روی می­دهد به­عنوان یک محدودیت به­شمار می­آید]39[ زیرا کینون­ها بویژه پلاستوکینون به­عنوان واسطه در انتقال الکترون از فتوسیستم II به فتوسیستم I فعالیت می­کنند. افت این شاخص، سبب افزایش فلورسانس کلروفیل a و حساسیت به تنش­های محیطی مانند شوری می‌گردد]11[.

با افزایش سطح شوری، شاخص کارایی (PI) دستگاه فتوسنتزی در رقم­های مورد مطالعه کاهش یافت. میزان کارایی فتوسنتز در رقم لیسیوی 12 درصد و در رقم دشت 16 درصد نسبت به شاهد کاهش یافت در حالی که کارایی فتوسنتز در رقم صحرا بیش از 28 درصد کاهش یافت. بیشترین کاهش در شاخص کارایی فتوسنتز در رقم سهند مشاهده شد بطوریکه بیش از 45 درصد نسبت به شاهد کاهش یافته بود. شاخص عملکرد پارامتری است که سه فاکتور درگیر در مراحل عملکردی فتوسنتز شامل، تعداد مراکز واکنش موجود در بستر کلروفیل، میزان به­دام انداختن انرژی برانگیخته و میزان تبدیل انرژی برانگیخته به انتقال الکترون را به یک فاکتور چند متغیره تبدیل می‌کند ]40[. شاخص عملکرد علاوه بر نشان دادن میزان عملکرد فلورسانس در محدوده­های انتهایی F₀ و F_m، قادر است در نقاط حدواسط آن­ها مانند مرحله J میزان فلورسانس را نشان دهد. همچنین با این شاخص می­توان شیب بروز فلورسانس را نیز مشخص نمود ]37[. در میان پارامتر­هایی که به کاهش شاخص عملکرد منجر می­شوند می­توان به غیرفعال شدن تعداد زیادی از مراکز واکنش فعال در سطح برگ، شدت بالای انرژی نوری، کاهش حداکثر عملکرد کوانتومی فتوسیستم II و کاهش شدت جریان الکترون به بعد از Q^-A اشاره نمود ]11[.

نسبت به­دام انداختن انرژی به میزان جذب (φ_POیا TR/ABS) نشان­دهنده میزان پراکندگی حرارتی دستگاه فتوسنتزی برگ است. این نسبت در تمامی رقم­ها نسبت به شاهد کاهش معنی­داری داشت. در رقم­های دشت، لیسیوی و صحرا این نسبت به یک اندازه و حدود 4 درصد کاهش یافت. این کاهش در رقم سهند بسیار بیشتر و حدود 15 درصد بود. افت شاخص φ_PO نشان­دهنده بروز بازدارندگی نوری در اثر تنش­های محیطی است. از جمله عوامل تاثیر­گذار بر این شاخص می­توان به از دست دادن انرژی برانگیختگی در آنتن­های برداشت کننده نور به­شکل غیر تشعشعی و خاموشی مولکول­های برانگیخته با استفاده از احیای مولکول­های پلاستوکینون اکسید شده موجود در خزانه کینون­ها اشاره کرد ]18[. کاهش φ_PO در ارقام مورد مطالعه ناشی از غیرفعال شدن مرکز واکنش است و که سبب افزایش هدر رفت انرژی به‌شکل گرما و فلورسانس می­شود. تنش شوری روی نسبت تعداد مراکز واکنش فعال در سطح برگ (RC/CS) و همچنین نسبت هدر رفت انرژی به مراکز واکنش (DI/RC) را نیز تحت تاثیر قرار داد. تعداد مراکز واکنش در همه رقم­های مورد مطالعه نسبت به شاهد کاهش یافت. در رقم دشت نسبت RC/CS تنها 8 درصد کاهش یافت. این کاهش در رقم­های لیسیوی و صحرا به ترتیب 14 و 19 درصد بود. در رقم سهند نسبت RC/CS حدود 28 درصد نسبت به شاهد کاهش یافت. به دلیل تاثیر مخرب تنش شوری روی دستگاه فتوسنتزی و افزایش فلورسانس کلروفیل a، میزان هدر رفت انرژی جذب شده در گیاهانی که در معرض تنش شوری قرار گرفته­اند افزایش می­یابد. در رقم‌های مورد مطالعه، نسبت هدر رفت انرژی به مرکز واکنش (DI/RC) از حدود 5 درصد در رقم دشت تا 23 درصد در رقم­های صحرا و سهند متغییر بود. نسبت هدر رفت انرژی به مراکز واکنش در رقم لیسیوی 11 درصد بود. همچنین، افزایش معنی­داری در نسبت هدر دادن انرژی به میزان جذب (φ_DOیا DI/ABS) رقم­های جو مشاهده شد. کم­ترین افزایش نسبت DI/ABS در رقم دشت به میزان 11 درصد مشاهده شد. نسبت DI/ABS در رقم­های لیسیوی و صحرا حدود 25 درصد افزایش یافت در حالی که در رقم سهند این افزایش بیش از 45 درصد بود. در اثر تنش، مسیرهای انتقال انرژی در زنجیره انتقال انرژی مختل می­شود. ممکن است انرژی حاصل از انتقال الکترون­ها در مسیر­های دیگری غیر از احیاء مولکول‌های NADP⁺ مصرف شود. φ_DO نشان­دهنده حداکثر عملکرد خاموشی غیرفتوشیمیایی است و افزایش شاخص مذکور نشان­دهنده جریان انرژی در مسیر­های مختلف از جمله تولید اکسیژن فعال می­باشد ]39[.

نتیجه‌گیری

تنش­های غیرزیستی مانند شوری خاک و آب تاثیرات مخرب زیادی بر رشد و ویژگی­های فیزیولوژیک گیاهان دارند. تنش شوری به دلیل ایجاد سمیت یونی و اختلال در جذب و فراهمی یون­های مورد نیاز در تولید رنگیزه­های فتوسنتزی، مقدار این ترکیبات را کاهش می­دهد و میزان فتوسنتز و تولید ترکیبات کربنی کاهش می­یابد. از طرف دیگر، آسیب به دستگاه فتوسنتزی بویژه فتوسیستم II منجر به افزایش فلورسانس کلروفیل a و هدر رفتن انرژی جذب شده توسط رنگیزه­ها می­گردد. افزایش فلورسانس کلروفیل می­تواند در اثر کاهش تعداد مراکز واکنش فعال در فتوسیستم IIروی دهد.میزان فلورسانس کلروفیل a بازتابی ظریف از واکنش­های اولیه فتوسنتز است. روابط پیچیده بین کینتیک فلورسانس و فتوسنتز به ما کمک می­کند تا فرآیندهای بیوفیزیکی فتوسنتز را بهتر درک نماییم. همچنین با مطالعه فلورسانس کلروفیل می­توانیم سطوح عملکردی مختلف دستگاه فتوسنتزی را بصورت غیر مستقیم مطالغه نماییم. نتایج این تحقیق نشان داد که تنش شوری منجر به کاهش فعالیت فتوسیستم II در گیاهچه­های جو می­شود.اثرات تنش به مدت زمان تنش و رقم مورد استفاده همبستگی مستقیم دارد. نتایج نشان داد تنش تاثیر کمتری بر رقم­های دشت و لیسیوی دارد و این رقم­ها کارایی فتوسنتزی بهتری در بین رقم­های مورد مطالعه دارند در حالی­که رقم سهند بیشترین حساسیت به تنش شوری را نشان داد و کارایی دستگاه فتوسنتزی آن بسیار کاهش یافت.

 

مراجع

 

[1]      Apostolova E. L., Dobricova A. G., Ivanova P. I., Petkanchin I. B., Taneva S. G. 2006, Relationship between the organization of the supercomplex and the function of the photosynthetic apparatus. Journal of Photochemistry and Photobiology, 83: 114-122.

 

[2]      Ashraf M., Azmi A. R., Khan A. H., Ala S. A. 1994, Effect of water stress on total phenols, peroxidase activity and chlorophyll content in wheat. ActaPhysiologiaePlantarum, 16: 185-191.

[3]      Baker N. R., Rosenqvist E. 2004, Applications of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies: an examination of future possibilities. Experimental Botany, 55(403): 1607-1621.

[4]      Bissati K. E., Delphin E., Murata N., Etienne A. L., Kirilovsky D. 2000, photosystem II flouresence quenching in cyanobacterriumSynechocystis PCC6803: involvement of two different mechanisms. BiochemicaetBiophysicaActa, 1457: 229-242.

[5]      Bjorkman O., Demmig B. 1987, Photon yield of O2 evolution and chlorophyll fluorescence characteristics at 77K among vascular plants of diverse origins. Planta, 170: 489-504.

[6]      Boisvert S., Joly D., Carpentier R. 2006, Quantitative analysis of the experimental O-JI- P chlorophyll fluorescence induction kinetics, Apparent activation energy and origin of each kinetic step. FEBS Journal, 273: 4770–4777.

[7]      Bort J., Araus J. L., Hazzam H., Grando S., Ceccarelli S. 1998, Relationships between early vigour, grain yield, leaf structure and stable isotope composition in field grown barley. Plant Physiology and Biochemistry, 36: 889-897.

[8]      Briggs D. E. 1978, The origin and classification of barleys. In Barley. Chapman andHall, London, Halsted press. Book. John wiley and sons, New York. Pp: 76-88.

[9]      Congming L. u., Vonshak A. 2002, Effects of salinity stress on photosystem II function in cyanobacterialSpirulinaplatensis cells. Journal of Physiological Plantarum, 114: 405-413.

[10]  FAO. 2010. Land and plant nutrition management service. http://www.fao.org/ag/agl/agll/spush.

[11]  Goncalves J. F. C., Santos U. M. Nina A., Chevreuil L. R. 2007, Energetic flux and performance index in copaiba (Copaiferamultijuge) and mahogany (Swieteniamacrophylla) seedling grown under two irradiance environments. Brazilian Journal of Plant Physiology, 19: 171-184.

[12]  Govindjee. 1995, Sixty-three years since Kautsky: chlorophyll a fluorescence. Australian Journal of Plant Physiology, 22: 131-160.

[13]  Hoagland D. R., Arnon D. L. 1938, The water-culture method for growing plants without soil. University of California. Circular. Pp: 347.

[14]  Jiang Q., Roche D., Monaco T. A., Durham S. 2006, Gas exchange, chlorophyll fluorescence parameters and carbon isotope discrimination of 14 barley genetic lines in response to salinity. Field Crop Research, 96: 269–278.

[15]  Joly D., Essemine J., Carpentier R. 2010, Redox state of the photosynthetic electron transport chain in wild-type and mutants leaves of Arabidopsis thaliana: Impact on photosystem fluorescence. Journal of Photochemistry and Photobiology, 98: 180–187.

[16]  Kalaji H. M., Loboda T. 2007. Photosystem II of barley seedlings under cadmium and lead stress. Plant Soil Environment, 53: 511-516.

[17]  Kruk J., Czytko H. H., Oettmeier W., Trebest A. 2005, Tocopherol as singlet oxygen scavenger in photosystem II. Plant Physiology, 162: 749-757.

[18]  Lazar D. 2003, chlorophyll a flouresence rise indused by high light illumination of dark adapted plant tissue studied by means of photosystem II and considering photosystem II heterogeneity. Journal of Theoretical Biology, 220: 469-503.

[19]  Li R., Guo P., Baum M., Grande S., Ceccarelli S. 2006, Evaluation of chlorophyll content and fluorescence parameters as indicators of drought tolerance in barley. Agricultural Science of China, 5: 751-757.

[20]  Lichtenthaler H. K. 1987, Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymology, 148: 350-382.

[21]  Lu C. M., Vonshak A. 2002, Effect of salinity stress on photosystem II function in cyanobacterialspirolinaplatensis cells. Physiological Plantarum, 114: 405-413.

[22]  Mahajan S., Tuteja N. 2005. Cold, salinity and drought stressed: an overview. Archives of Biochemistry and Biophysics, 444: 139-158.

[23]  Mishra A. N., Serivastava A., Strasser R. J. 2001, Utilization of fast chlorophyll a technique in assessing the salt/ion sensivity of mung been and brassica seedlings. Journal of plant physiology, 158: 1173-1181.

[24]  Moisender P. H., McClinton E., Paerl H. W. 2002, Salinity effects on growth, photosynthetic parameters, and nitrogenase activity in estuarine planktonic cyanobacteria. Microbiol Ecology, 43: 432-442.

[25]  Molassiotis A.N., Sotiropoulos T., Tanou G., Kofidis G., Diamantidis G. Therios I. 2006, Antioxidant and anatomical responses in shoot culture of the apple rootstock MM 106 treated with NaCl, KCl,mannitiol or sorbitol. BiologiaPlantarum, 50(1): 61-68.

[26]  Munns R., James R. A. 2003, Screening methods for salinity tolerance: a case study with tetraploid wheat. Plant Soil, 253: 201–218.

[27]  Netondo G. W., Onyango J. C., Beck E. 2004, Sorghum and salinity: II. Gas exchange and chlorophyll fluorescence of sorghum under salt stress. Crop Plant Science, 44: 806–811.

[28]  Orcutt D. M., Nilsen E.T. 2000, The physiology of plants under stress, soil and biotic factors. John Wiley and Sons, New York. pp: 177-235.

[29]  Oukarroum A., El Madidi S., Schansker G., Strasser R. J. 2007, Probing the responses of barley cultivars (Hordeumvulgare L.) by chlorophyll a fluorescence OLKJIP under drought stress and re-watering . Environmental and Experimental Botany, 60: 438-446.

[30]  Parida A. K., Das A. B. 2005, Salt tolerance and salinity effects on plants. A review, cotoxicology and Environmental Safety, 60: 324-349.

[31]  Rajesh A., Arumugam R., Venkatesalu V. 1998, Growth and Photosynthetic Characteristics of CeriopsRoxburghiana under NaCl Stress. Photosynthetica, 35(2): 285-287.

[32]  Ramzi B., Morales F., Abadia A., Gomez J., Abadia J. 1994, Chlorophyll flouresence as a possible tool for salinity tolerance screening in barley (Hordeumvulgare L.). Plant Physiology, 104: 667-673.

[33]  Sairam R. K., Veerabhadra Rao K., Serivastava G. C. 2002, Differentioal response wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science, 163: 1037-1046.

[34]  Sheekh-El M. M., Omar H. H. 2002, Effect of high salt stress on growth and fatty acids content of the unicellular green algae Chlorella vulgaris. American Journal of Microbiology, 55: 181-191.

[35]  Silva C., Martinez V., Carvajal M. 2008, Osmotic versus toxic effects of NaCl on pepper plants. BiologiaPlantarum, 52(1): 72-79.

[36]  Song N. H., yin X. L., Chen G. F., Yang H. 2007, Biological response of wheat plants to the herbicide chlorotoluronion soils. Chemosphere, 68: 1779-1787.

[37]  Strasser R. G., Stirbet A. D. 2001, Estimation of the energetic connectivity of PSII centers in plant using the flouresence rise O-J-I-P fitting of experimental data to three different PSII models. Mathematics and Computers in Simulation, 56: 451-461.

[38]  Strasser R. J. 1981, Structure and Molecular Organisation of the Photosynthetic Apparatus, Balaban International Science Services, Philadelphia, Pennsylvania. Pp: 727–737.

[39]  Strasser R. J., Srivastava A., Tsimilli-Michael M. 2000, The fluorescence transient as a tool to characterize and screen photosynthetic samples. In: Yunus, M., Pathre, U., Mohanty, P. (Eds.), Probing Photosynthesis: Mechanisms, Regulation and Adaptation. Taylor & Francis, London. pp. 445–483.

[40]  Tsimilli M., Eggenberg P., Biro B., Koves K., voros I., Strasser R. J. 2000, Synergistuc and antagonistic effects of arbuscularmycorrizal fungi and Azospirillum and Rhizobium nitrogen-fixer on the photosynthetic activity alfalfa, probed by the polyphasicchlorophull a flouresence transient O-J-I-P. Applied Soil Ecology, 15: 169-182.

[41]  Xia J., Li Y., Zou D. 2004, Effect of salinity stress on PSII in Ulvalactuca as probed by chlorophyll flouresence measurements. Aquatic Botany, 80: 129-137.

[42]  Zhu X. G., Govindje e. Baker N., deSturler E., Ort D., Long S. 2005, Chlorophyll a fluorescence induction kinetics in leaves predicted from a model describing each discrete step of excitation energy and electron transfer associated with photosystem II. Planta, 223: 114-133.