بررسی اثر نور آبی و قرمز بر بیان ژن CRY1و HY5در دانه رست گیاه کلزا (Brassica napus L.)

زیست شناسی تکوینی

مقاله 4، دوره 7، شماره 3 - شماره پیاپی 27، شهریور 1394، صفحه 27-38   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

چکیده

در چند دهه اخیر، تحقیقات متعددی برای ارزیابی بیان ژن‌های موثر از نور آبی و قرمز، در گیاهان،انجام گرفته است. هدف از این پژوهش، بررسی اثرات نور آبی و قرمز بر میزان بیان ژن کریپتوکروم 1 و HY5 در دانه‌رست‌های گیاه کلزا،بود. دانه‌رست‌های کلزا در شرایط یکنواخت محیطی، و سپس 5 روز تحت تیمار نور آبی (به مدت 2 ساعت، 4 ساعت، 8 ساعت) و نور قرمز (به مدت 2 ساعت ،4 ساعت ،8 ساعت) قرار گرفتند و تفاوت طول هیپوکوتیل در تیمارهای مختلف، مشاهده شد و میزان بیان ژن کریپتوکروم 1 توسط کنیک RT-PCR (Semiquantitative Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction) بررسی‌ شد، همچنین میزان بیان ژن HY5 به موازات بیان ژن CRY1، توسط تکنیک (Quantitative real-time) qRT-PCR مورد بررسی قرار گرفت. نتایج بررسی­های اثر تیمار نور آبی بر گیاهان شاهد و تحت تیمار، نشان داد که نور آبی قادر به تنظیم بیان ژن کریپتوکروم1، و در نتیجه کنترل ریخت زایی نوری(فتومورفوژنز) در گیاه (Brassica napus L.) شد به طوری که در 8 ساعت تیمار با نور آبی، بیشترین میزان بیان ژن کریپتوکروم 1، مشاهده شد، البته سطح بیان ژن  HY5نیز در تیمار نور آبی به بالاترین حد خود رسید که نتیجه آن بیشترین میزان منع کردن از بلند شدن هیپوکوتیل در این گروه خاص بود.

کلیدواژه‌ها

کلزا؛ نور آبی؛ نور قرمز؛ ژن کریپتوکروم1؛ ژن HY5

اصل مقاله

نور نه تنها منبعی از انرژی، برای فتوسنتز گیاهان سبز محسوب می­شود، بلکه منبع غنی از اطلاعات، برای فتوپریودیسم (گیاهان قادر به درک طول شب/ طول روز هستند)، فتوتروپیسم (گیاهان قادر به درک جهت نور هستند) و فتومورفوژنز (گیاهان قادر به درک کمیت و کیفیت نور هستند) محسوب می‌گردد.

نور همچنین، مهم­ترین عامل محرک در نمو گیاهان

است، گیاهان برای پیشبرد مسیر تکاملی خود، نیاز به درک شدت، جهت و کیفیت (طول موج) نور دارند، که برای نایل آمدن به این مهم، گیاهان دارای گیرنده‌های بسیار تخصص یافته شده­اند [6].

نور به چهار محدودة طول موجی پایه­ای برای گیاهان تقسیم می­شود و این چهار محدوده طول موج اصلی، قادر به ارسال پیام­های کنترل کننده در طی فرآیندهای رشد و نمو گیاهان هستند که این چهار محدوده اصلی عبارتند از: 1- محدوده نور فرابنفش (از 340 تا 400 نانومتر)، 2- محدوده نور آبی (از 400 تا 500 نانومتر)، 3- محدوده نور قرمز (از 600 تا 700 نانومتر)، 4- محدوده نور مادون قرمز (از 700 تا 800 نانومتر). البته در گیاهان برای جذب این چهار محدوده اصلی طول موجی، سه گروه گیرنده اختصاصی وجود دارد که شامل: 1- کریپتوکروم (جاذب نور آبی و فرابنفش)، 2- فتوتروپین (جاذب نور آبی و فرابنفش)، 3- فیتوکروم (جاذب نور قرمز و مادون قرمز) هستند [2و11].

نور محیطی گیاه، اگر توسط گیرنده­های خاصی جذب شود سبب یک سیر تکاملی در حال گذر از حالت ریخت­زایی تاریکی[1] به سمت ریخت­زایی نوری[2] دانه­رست‌های رشد یافته در تاریکی
(dark-adapted)، دارای ریخت­زایی تاریکی هستند که این دانه­رست­ها دارای فنوتیپ کوتیلدون­های بسته، ریشه های کوتاه و هیپوکوتیل‌های بلند هستند، در حالی که بر عکس دانه رست­های رشد یافته در معرض نور دارای تکامل از نوع light-adapted هستند که به علت القا بیان ژن­هایی که توسط نور تحریک می­شوند، دارای فنوتیپ کوتیلدون‌های گسترده، فتوسنتز بالا، سرکوب طویل شدگی هیپوکوتیل و ریشه‌های بلند هستند [35].

در واقع نور سبب تسهیل این گذار تکاملی از ریخت‌زایی تاریکی به ریخت‌زایی نوری توسط حسگرهای گیرنده نور که بسیار تخصصی از یک­دیگر عمل می‌کنند و قادر به جذب طول موج­های خاصی در محدوده عمل خود هستند، می شود [1،17،18].

مطالعات بر روی جهش­یافته­های گیرنده نور آبی، مشخص کرد که ژن کریپتوکروم 1، جزء اولین فاکتورهای اولیه درگیر در تنظیم پاسخ­های ریخت­زایی نوری از جمله منع طویل شدن هیپوکوتیل، تجمع آنتوسیانین، گسترش برگ و کوتیلدون است در حالی که کریپتوکروم 2، نقش مهمی در تنظیم زمان گل دهی، منع رشد هیپوکوتیل، گسترش کوتیلدون در شدت‌های پایین نور‌های آبی دارد[40].

 ر این میان، کریپتوکروم 1 با سرکوب فاکتورهای رونویسی نظیر HY5/HYH و یا HFR1 از طریق COP1/SPA1، وارد عمل شده و در نتیجه سبب مهار رشد هیپوکوتیل می‌گردد [10،29،39]، همچنین فاکتور رونویسی LONG HYPOCOTYL 5

(HY5) نقش مهمی در بیان ژن‌های تحریک شده، توسط نور  بازی می­کنند به طوری که دیده شده جهش یافتهhy5  ویژگی های یک دانه رست رشد یافته در تاریکی را در حضور نور از خود به نمایش می‌گذارد، به این معنی که این جهش­یافته­ها، دیگر قادر به منع کردن از طویل شدن هیپوکوتیل نیستند[14،30].

از آن جا که در روشنایی و در طی فرآیند ریخت‌زایی نوری، سطح بیان ژن HY5 بالا است و در نتیجه منع کردن از بلند شدن هیپوکوتیل نیز بالا است اما در تاریکی سطح بیان ژن HY5 پایین است و منع کردن از بلند شدن هیپوکوتیل نیز پایین و نتیجه داشتن هیپوکوتیل­های بلند، در تاریکی است [13].

با مشخص شدن خصوصیات گیرنده کریپتوکروم­ها (Cryptochromes) در گونه­های گیاهی پیشرفته از قبیل: برنج، گوجه­فرنگی، نخود و کلزا (Brassica)، محققین توانستند راه جدیدی برای به کارگیری از گیرنده کریپتوکروم‌ها به نفع و پیشرفت غلات و محصولات کشاورزی مهم، قدمی بلند بردارند چرا که توسط کنترل ژن تولید گیرنده کریپتوکروم، می‌توان ارتفاع گیاه و کنترل زمان گل­دهی را تحت کنترل محققین، قرار داد [17،18].

در غلات مهم از نظر کشاورزی، کوتولگی (dwarfism)، نقش حیاتی در برابر مقابله باwater louding و در نتیجه داشتن حجم بالای برداشت محصول دارد [19] و همان­طور که می­دانیم گیاه کلزا ((Brassica napus، یک گیاه دانه روغنی[3] مهم است که بسیار بلند بوده، که آن را بیشتر حساس به از دست دادن دانه در گیاه مرتفع در حین برداشت مکانیکی می­کند، از این رو می­توان با کنترل بر بیان ژن کریپتوکروم1 به گیاهان کوتاه تری دست یافت [26].

ژن CRY1 سبب کنترل  طول هیپوکتیل و ریشه اولیه در (B.napus) می­گردد که این عمل از طریق ایجاد تغییر در بیان ژن HY5 که خود فاکتور رونویسی است و سبب خاموش و روشن شدن بسیاری از ژن‌های دیگر متأثر از نور می­گردد، صورت می پذیرد [27].

نتایج بررسی حال حاضر نشان داد که ژن کریپتوکروم1 سبب تنظیم رشد و نمو طول هیپوکوتیل دانه­رست های(Brassica napus L. )از طریق ایجاد تغییر در بیان فاکتور رونویسی HY5 می­گردد.

مواد و روش‌ها

کلزا با نام علمی (Brassica napus L.)، گیاهی دولپه و دانه روغنی از تیره چلیپاییان بوده و دارای ارزش تغذیه­ای است. بذرهای تهیه شده از مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی استان خراسان (بخش دانه­های روغنی)، رقم بذرهای کلزا پاییزه (Modena)، مقاوم به سرما، به مدت 10 دقیقه در محلول 10% هیپوکلریت سدیم ضدعفونی شده ،سپس در پتری دیش­های استریل حاوی کاغذ صافی استریل گذاشته شدند و دانه رست­ها در اتاق کشت با دوره نوری 14 ساعت روشنایی و 10 ساعت تاریکی به مدت 5 روز رشد یافتند، سپس دانه­رست­های شاهد، همین رژیم نوری تاریکی و روشنایی را ادامه دادند و دانه‌رست‌های تحت تیمار نور آبی(2 ساعت، 4 ساعت، 8 ساعت) و تحت نور قرمز (2 ساعت، 4 ساعت و 8 ساعت) قرارگرفتند، همچنین منبع نورهای آبی و قرمز دارای صفحه­ای به ابعاد 120×120 سانتی متر و حاوی لامپ (LED)light-emitting dioded با شدت نور خروجی 750 لوکس  از فاصله cm50 اعمال شدند. این آزمایش­ها در 7 گروه و برای هر گروه 12 بذر کشت شد (در 3 تکرار)، برای هر گروه تیمار نور آبی و قرمز به طور مجزا اعمال شد و اندازه‌گیری طول هیپوکوتیل بررسی شد.

 

استخراج Total RNA

بعد از برداشت نمونه (دانه­رست) و توزین آن، نمونه­ها در هاون چینی توسط ازت مایع، کاملاً پودر شد و RNA ها توسط کیت RNeasy Plant Mini Kit محصول شرکت کیاژن و از نمونه‌های شاهد (رشد یافته با نور طبیعی محیط) و سپس از نمونه‌های (2 ساعت، 4 ساعت، 8 ساعت) تیمار با نور آبی و (2 ساعت، 4 ساعت، 8 ساعت) تیمار با نور قرمز در حد دانه‌رست، استخراج RNA ،جهت بررسی میزان بیان ژن کریپتوکروم 1 و HY5 انجام شد و سریعاً به cDNA تبدیل و در ازت مایع نگه­داری شدند. میزان cDNA های مربوط به تیمارهای مختلف توسط نانو دراپ مشخص شد (جدول 1) و پس از حاصل کردن اطمینان از وجود cDNA و میزان آن RT-PCR و Real time PCR انجام شد.

 

 

جدول1: نانودراپ cDNA های گروه شاهد و تیمارهای مختلف

 

 

 

 

از آن جا که برای مقایسه بیان ژن اختصاصی در نمونه­هایی با تیمارهای مختلف، نیاز به یک ژن همیشه بیان (House Keeping gene) در نمونه‌های مورد بررسی بود کهHouse Keeping gene مورد استفاده در این بررسی -actinβ بود که برای بسیاری از گیاهان دولپه طراحی شده و طول قطعه­ای برابر با bp 101 دارد که توالی پرایمرها عبارت بودند از:

 

واکنش RT-PCR برای ژن BnCRY1

ژن  BnCRY1با Accession nom: AJ 344565 با دارا داشتن منطقه­ای bp4349 در موقعیت مکانی 269/2 تا bp 274/2 در سطح DNA می­باشد و در سطح cDNA با پرایمرهای اختصاصی، دارای طول قطعهbp  760، می­باشد. پرایمرها برای ژن اختصاصی BnCRY1 و β-Actin به شرکت آرین ژن گستر سفارش داده شد و توالی این پرایمرها عبارت بودند از:

 

 

BnCRY1	Name
GTG.GAG.AAA.GGA.ACG.AGG.TTG.TGG.CAC.TG	Forward Primer sequence 5’-3’
CAT.GAG.GCA.CTC.TCG.CAG.ATG.TGG.CAA.C	Reverce Primer sequence 5’-3’

 

β -Actin	Name
GCT.TCC.CGA.TCA.AGT.CA	Forward Primer sequence 5’-3’
GGA.TTC.CAG.CTG.CTT.CCA.TTC	Reverce Primer sequence 5’-3’

 

واکنش برای ژن BnCRY1 انجام و مقایسه بیان نیمه کمی آن با نرم­افزار Kodak صورت گرفت.

 

واکنش Quantitative real time PCR برای ژن فاکتور رونویسی HY5

در این بررسی از master آماده SYBR Green که خود حاوی فلورسانت است و به محصولات cDNA اجازه می­دهد تا دستگاه بتواند غلظت cDNA را به صورت کیفی در هر سیکل اندازه­گیری نماید و در قالب نمودار، ارائه دهد.

در نمودارها، نمونه­هایی را به صورت رندوم

انتخاب و سپس cDNA این نمونه­ها را با یک دیگر مخلوط و به عنوان Standard curve تعریف و سپس هر یک از نمونه­ها cDNA مورد بررسی خود را (HY5)، با Standard curve مقایسه کرده تا میزان بیان ژن موردنظر(HY5) در مقایسه با منحنی استاندارد به صورت کمّی بیان شود.

برای بررسی بیان کمّی ژن HY5 با استفاده از روش SYBR Green، که SYBR Green از شرکت Takara با کد 420RR ، تهیه شد.

برای cDNAهای HY5 و Actin-β به طور مجزا qPCR، طبق برنامه­ زیر انجام شد:

 

˚95C	30min	45  cycle PCR amplification
˚95C	5 min
˚60C	30 min

 

پس از انجام تکنیک، می­­توان هر یک از نمودارهای داده شده از گروه­های مختلف برای بررسی ژن HY5 و  Actin-β را با Standard curve مقایسه کرده و برای آنالیز گروه کنترل و تیمار به روش ^ΔΔ CT، عمل شد.

 

روش‌های آماری تحقیق

تجزیه و تحلیل داده­ها با استفاده از طرح تصادفی در سه تکرار توسط نرم­افزار SPSS انجام گرفت. هم‌چنین مقایسه میانگین­ها براساس آزمون ANOVA و تست Duncan صورت گرفت و رسم نمودارها به کمک نرم­افزار Excel انجام شد.

 

نتایج

بررسی اثر نور قرمز و آبی بر طول هیپوکوتیل

با توجه به داده­های موجود در (جدول 2)، طول هیپوکوتیل دانه­رست­های کلزا تحت تیمارهای مختلف نور قرمز، کاهش معنی­داری را در مقایسه با گروه شاهد، نشان داد (شکل 2) که کم­ترین طول هیپوکوتیل مربوط به تیمار 8 ساعت نور قرمز بود. اعداد منفی شاخص پاسخ اثر بازدارندگی تیمارهای فوق را نشان می­دهد. تأثیر نور آبی بر طول هیپوکوتیل متفاوت بود. به طوری که تیمار 2 ساعت نور آبی موجب افزایش طول هیپوکوتیل در مقایسه با گروه شاهد شد گرچه این افزایش از نظر آماری معنی­دار نبود. تیمارهای 4 و 8 ساعت نور آبی موجب کاهش طول هیپوکوتیل شدند که این کاهش در مقایسه با شاهد و تیمار 2 ساعت نور آبی معنی­دار، بود (جدول 2، شکل 1و2و3).

 

جدول2: اثر نور قرمز و آبی بر طول هیپوکوتیل و ریشه اولیه دانه­رست­های کلزا

تیمارها	طول هیپوکوتیل(cm)	شاخص پاسخ
شاهد	a6/4	-
نور قرمز (ساعت)
2 4 8	b96/2 c7/1 d4/1	35- 63- 69-
نورآبی (ساعت)
2 4 8	a8/4 b3/2 d4/1	3/4 50- 69-

وجود حداقل یک حرف مشترک در هر ستون نشان دهنده عدم وجود اختلاف معنی­دار در سطح 05/0>p می­باشد

 

 

 

شکل 1: مقایسه متوسط طول هیپوکوتیل دانه رست کلزا تحت نور آبی

 

 

شکل 2: مقایسه متوسط طول هیپوکوتیل دانه رست کلزا تحت نور قرمز

 

 

شکل 3: مقایسه متوسط طول هیپوکوتیل دانه رست گیاه کلزا در دو گروه تحت تیمار با نور قرمز و آبی با یک­دیگر

 

میزان بیان ژن های کریپتوکروم1 و HY5 در دانه‌رست‌های کلزا تحت تیمار نور قرمز و آبی

در الکتروفورز مربوط به ژن CRY1، ضخامت باندهای تشکیل شده، نشان دهنده میزان بیان ژن است. در این حالت به صورت کیفی، میزان بیان­ ژن را در تیمارهای مختلف مقایسه کرده(شکل 4و5) و برای بررسی دقیق­تر میزان بیان ژن و بیان نتایج به صورت کمّی، از نرم افزار Kodak استفاده شد که این نرم­افزار ضخامت باندهای مربوط به بیان ژن را به صورت عددی بیان می­کند. با توجه به (شکل 6)، مشخص گردید که میزان بیان ژن CRY1 در تیمارهای 2، 4 و 8 ساعت نور آبی، به ترتیب 2/0، 84/0 و 06/2 بوده است. بنابراین با افزایش مدت زمان تیمار نور آبی، میزان بیان این ژن افزایش یافت. در حالی که میزان بیان ژن CRY1 در تیمارهای 2، 4 و 8 ساعت نور قرمز، به ترتیب 15/0، 23/0، 23/0 بوده است (شکل 1، 3). نتایج حاصل با نتایج مربوط به کاهش طول هیپوکوتیل در تیمار 4 و 8 ساعت نور آبی (جدول 2) هم­خوانی دارد.

برای بررسی ژن HY5 با توجه به (شکل 7 و 8)، پس از رسم  Amplification Standard Curveبرای ژن مورد نظر HY5 و B-Actin توسط دستگاهRotor Gene، سپس رسم Standard Curve به طور جداگانه برای ژن اصلی(HY5) و Actin-β به عنوان House keeping gene انجام شد (شکل 9 و10).

CTهای خوانده شده برای تیمارهای مختلف ژن HY5 و Actin-β  توسط دستگاه رسم شد (شکل 11 و 12).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 4: الکتروگرام مربوط به بیان ژن کریپتوکروم در دانه­رست­های کلزا تحت تیمار نور آبی

به ترتیب از چپ به راست: A: لدر، B: شاهد، C:2ساعت آبی، D:4ساعت آبی، E:8ساعت آبی، F:کنترل منفی، G:کنترل مثبت

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 5: الکتروگرام مربوط به بیان ژن کریپتوکروم در دانه­رست­های کلزا تحت تیمار نور قرمز

به ترتیب از چپ به راست: A: لدر، B: شاهد، C:2ساعت قرمز، D:4ساعت قرمز،E:8ساعت قرمز،F:کنترل منفی، G:کنترل مثبت

 

 

شکل 6: مقایسه میزان بیان ژن کریپتوکروم تحت تیمار نور آبی و قرمز در دانه­رست­های کلزا

 

 

 

شکل 7: CT های بدست­ آمده از منحنی بیان استاندارد (HY5)

 

 

شکل 8: CT های بدست­ آمده از منحنی بیان استاندارد Actin-β

 

 

شکل 9: منحنی استاندارد(HY5)

 

 

 

شکل10: منحنی استاندارد Actin-β

 

 

 

شکل 11: منحنی بیان ژن (HY5)

 

شکل 12: منحنی بیان ژن Actin-β

 

هم­چنین (شکل13) نشان­ می­دهد که میزان بیان ژن HY5 در تیمار 2ساعت نور آبی بیش­تر از 2ساعت نور قرمز بود. در تیمار 4 ساعت نور آبی و قرمز، تقریباً بیان ژن فوق مشابه و در تیمار 8 ساعت نور قرمز، میزان بیان ژن بیش­تری نسبت به تیمار نور آبی، مشاهده گردید. به طور کلی میزان بیان ژن HY5 تحت تیمار نور آبی نسبت به نور قرمز تغییرات کم­تری نشان داد.

 

                                  

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 13: مقایسه میزان بیان ژن HY5 تحت نور آبی و قرمز در دانه­رست­های کلزا

 

 

بحث و نتیجه­گیری

امروزه هدف از بررسی یک ژن، مشخص کردن تاثیر و عملکرد آن ژن می باشد و ز آن جا که گیاهان، مدلی ساده و مناسب برای بررسی عملکرد ژن خاصی هستند، می توان به کمک آن‌ها بررسی‌های عمیق نموی را بهتر دنبال کرد. ژن کریپتوکروم ها نقش ضروری در نمو ایفا می‌کنند، اما این به این معنا نیست ک طیف عمل مربوطه انحصارا توسط گیرنده‌های کریپتوکروم اعمال شود، که این مبحث به همپوشانی گیرنده‌های نوری بر می‌گردد. در بررسی اثر نور آبی و قرمز بر گیاه کلزا منع از بلند شدن هیپوکوتیل، تحت اثر نور آبی مشاهده شد و این نتیجه، با بررسی بر روی گیاه خیار، مطابقت داشت [4،7].

مهار افزایش طول هیپوکوتیل، در پاسخ به نور، یکی از قابل سنجش ترین فاکتورهای کمّی در روند تکامل است و تا حد زیادی سبب درک بهتر ما از اجزای نظارتی تنظیم کننده در این راستا شده است [5،12، 21،23،36].

مهار افزایش طول محور زیر لپه توسط طول موج نور آبی، نشان دهنده وابستگی پیچیده بین طول موج و میزان کوتاه ماندن هیپوکوتیل را نشان می‌دهد [9،15،28،37]. البته هنوز نمی­توان چرایی تنوع میزان کمی رشد هیپوکوتیل و اختلاف حساسیت در گونه‌های مختلف گیاهی، به طیف طول موج آبی، را به راحتی توضیح داد [24] اما می­توان به این نکته اشاره کرد که گیرنده­های متعدد، می­توانند طول محور زیر لپه را کنترل کنند، به نحوی که در آرابیدوپسیس فیتوکرومA ، B و گیرنده نور آبی کریپتوکروم به منظور کمک به مهار کردن هیپوکوتیل با هم همکاری می‌کنند [38]. به نحوی که در آرابیدوپسیس با موتانت فیتوکروم B ،هیپوکوتیل بلند [32 و 34] و با موتانت فیتوکرومA ، هیپوکوتیل بلند [8] و حالت هیپوکوتیل بسیار بلند، در جهش یافته مضاعف مشاهده شده است [31]. البته در گیاه Sinapis alba خلاف این واقعه اتفاق می‌افتد و این گیاه بیش‌تر به طول موج قرمز و مادون قرمز برای منبع طول هیپوکوتیل وابسته است

[3].

در چند سال اخیر علت کوتاه ماندن هیپوکوتیل را منوط به تغییراتی که نور بر سیستم هورمونی گیاه ایجاد می­کند، مرتبط دانسته­اند. از آن جا که Brassinostroidها هورمونی است که برای رشد گیاهان ضروری هستند، و در سایر ارگانیسم­ها شناسایی نشده­اند و این امر باعث می­شود این دسته از استروئیدها به فیتوهورمونی منحصر به فرد تبدیل شوند. گونه­های آرابیدوپسیس جهش یافته دارای نقص در بیوسنتز هورمون brassinostroide حتی با دریافت نورهای آبی و قرمز توسط گیرنده­ها، دارای هیپوکوتیل کوتاه هستند. این امر نشان می­دهد که brassinostroideها برای بلند شدن هیپوکوتیل لازم و ضروری می­باشند.

از دیگر هورمون­های مؤثر، می‌توان به اتیلن اشاره کرد که امتداد یافتن هیپوکوتیل جوانه­های رشد کرده در تاریکی در گیاه آرابیدوپسیس را افزایش می‌دهد [25].

البته جیبرلین نیز قادر است طول هیپوکوتیل را کنترل کند به طوری که در خیار و برنج این ارتباط بررسی شده است.تحقیقات اندکی نیز از تاثیر نور آبی بر تغییر سطح و فعالیت جیبرلین گزارش شده است [22]. البته گزارشاتی نیز مبنی بر اثر تغییر سطح فیتوکروم  بر میزان جیبرلین،در تنباکو [16] و کلزا [33] وجود دارد (شکل 14)

مراجع

 

[1]    Bae G; Choi G; 2008Decoding of light signals by plant phytochromes and their interacting proteins. Annual Review Of Plant Biology. 59: 281-311.

[2]    Barrero J; Downie A; Xu Q; Gubler F; 2014; A role for barley cryptochrome1 in light regulation of grain dormancy and germination. Plant Cell. 26: 1094–1104.

[3]    Beggs C; Wellmann E; 1994; Photocontrol of flavonoid biosynthesis. Photomorphogenesis In Plant. 78: 733–52.

[4]    Blum D; Elzenga J; Linnemeyer P; 1992; Stimulation of growth and ion uptake in bean leaves by red and blue light.Plant Physiol. 100: 1968–75.

[5]    Boylan M; Quail P; 1983; Oat phytochrome is biologically active in transgenic tomatoes. Plant Cell.1:765–73.

[6]    Chen M; Chory J; Fankhauser C; 2004; Light signal transduction in higher plants. Anna Rev Genet. 38: 87-117.

[7]    Cosgrove D; 1994; Photomodulation of growth. Photobiology in plants. 78: 631–58

[8]    Dehesh K; Franci C; Parks B; Seeley K; Short T; 1993; Arabidopsis HY8 locus encodes phytochrome A. Plant Cell. 5: 1081–88.

 

[9]    Downs R; 1995; Photoreversibility of leaf and hypocotyl elongation of dark grown red kidney bean seedlings. Plant Physiol. 30: 468–73.

[10]Duek P; Elmer M; Oosten V; Fankhauser C; 2004; The degradation of HFR1, a putatire bHLH class transcription factor involved in light signaling, is regulated by phosphorylation and requires, cop1. Current Biology. 14: 2296-2301.

[11]Fankhauserl C., Ulm R; 2011; Light-regulated interactions with SPA proteins underlie cryptochrome-mediated gene expression. Gene and Development. 25: 1004–1009.

[12]Goto N; Yamamoto K; Watanabe M; 1993; Action spectra for inhibition of hypocotyl growth of wild-type plants and of the hy2 long-hypocotyl mutant of Arabidopsis thaliana L. Photochem. Photobiol. 57:  867–71.

[13]Gyula  P;  Schäfer E; Nagy F; 2003; Light perception and signalling in higher plants. Current Opinion in Plant Biology. 6: 446-452.

[14]Holm M; Mal G; Qu L; Deng X; 2002; Two interacting bZIP proteins are direct targets of COP1-mediated control of light dependent gene expression in Arabidopsis. Gene Dev. 16: 1247-1259.

[15]Jing, Y., Zhang, D.(2013). Arabidopsis chromatin remodeling factor pickle interacts with transcription factor HY5 to regulate hypocotyl cell elongation. The Plant Cell. 25: 1 242-256.

[16]Jordan E; Hatfield P; Hondred D; Talon M; Zeevaart J; Vierstra R; 1995; Phytochrome A overexpression in transgenic tobacco: correlation of dwarf phenotype with high concentrations of phytochrome in vascular tissue and attenuated gibberellin levels. Plant Physiol. 107: 797–805.

[17]Khurana J; Dasgupta V; Laxmi A; Kumar D; Paul L; 2004; Light control of plant development by phytchromes. Proccedings of The India National Science Academy. 70: 370-411.

[18]Khurana J; Chattergee M; Sharma P; Kumar D; 2009; Blue light sensing cryptochromes: structure-function perspective and their genetic manipulation in plants. Proceedings of the Indian National science Academy. 79: 81-103.

[19]Khush G; 2001; Green vevolution: the way forward. Nature Reviews Genetics. 2: 815-822.

[20]Koornneef  M; Cone J; Dekens R; Herne E; Spruit C; Kendrick R; 1985; Photomorphogenic responses of long hypocotyl mutants of tomato.J. Plant Physiol. 120: 153–65.

[21]Koornneef M; Rolf E; Spruit C; 1980; Genetic control of light inhibited hypocotyl elongation in Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. Z. Plant Physiol. 100: 147–60.

[22]Lopez E; Kobayashi M; Sakurai A;  Kamiya Y; Kendrick R; 1995; Phytochrome, giberellins, and hypocotyl growth. Plant Physiol. 107: 131–40.

[23]Lumsden P; 1991; Circadian rhythms and phytochrome. Plant Mol. Biol. 42: 351–71.

[24]Mancinelli A; 1994; The physiology of phytochrome action. Photomorphogenesis in Plants. 78: 211–70.

[25]Nemhauser J; Mockler T; Chory J; 2004; Interdependency of brassinosteroid and auxin signaling in Arabidopsis. PLOS Biology. 16: 144-156.

[26]Muangprom A; Osborn T; 2004; Characterization of dwarf gene in Brassica rapa, including the identification of a candidate gere. Theoretical and Applied Genetic. 108: 1378-1384.

[27]Nemhauser J; Mockler T; Chory J; 2004; Interdependency of brassinosteroid  and  auxin signaling in Arabidopsis. Plos Biology. 16: 144-156.

[28]Oelze H; Schopfer P; 1971; Demonstration of a threshold regulation by phytochrome in the photomodulation of longitudinal growth of the hypocotyl of mustard seedlings (Sinapis alba L.). Planta. 100: 167–75.

[29]Osterlund M; Hardtke C; Deng X; 2000; Targeted destabilization of HY5 during light-regulated development of Arabidopsis. Nature. 405: 462-466.

[30]Oyam T; Shimura Y; Okada K; 1997; The Arabidopsis HY5 gene encodes a bZIP protein that regulates stimulus- induced development of root and hypocotyl. Gene Dev. 11: 2983-2995.

[31]Reed J; Nagatani A; Elich T; Fagan M; Chory J; 1991; Phytochrome A and phytochrome B have overlapping but distinct functions in Arabidopsis development. Photobiol. 66: 732-741.

[32]Reed J; Nagpal P; Chory J; 1992; Searching for phytochrome mutants. Photochem.Photobiol. 56: 833–38.

[33]Ross J; Willis C; Gaskin P; Reid J; 1992; Shoot elongation in Lathyrus elongates L.: giberellin levels in light and darkgrown tall and dwarf seedlings. Planta. 187: 10–13.

[34]Somers D; Sharrock R; Tepperman J; Quail  P; 1991; The hy3 long hypocotyl mutant of Arabidopsis is deficient in phytochrome B. Plant Cell 3: 1263–74

[35]Sullivan J; Deny X; 2003; From seed to seed: the role of photoreceptors in Arabidopsis development. Developmental Biology. 260: 289-297.

[36]Wall J; Johnson C; 1983; An analysis of phytochrome action in the ‘high irradiance response. Planta. 159: 387–97.

[37]Wang H; Gen L; Zhao H; Deng X; 2001; Direct interaction of Arabidopsis cryptochromes with COP1 in light control development. Science 294:154-158.

[38]Whitelam G; Harberd P; 1994; Action and function of phytochrome family members revealed through the study of mutant and transgenic plants. Plant Cell Environ. 17: 615–25.

[39]Yang H; Wu Y; Tang R; Liu D; Cashmore A; 2000; The C Termini of Arabidopsis Cryptochromes Mediate a Constitutive Light Response. Plant Cell. 5: 815–827.

[40]Yu X; Liu H; Klejnot J; Lin C; 2010; The cryptochrome blue light receptors in the Arabidopsis. The American Society of Plant Biologists. 10:27-39.