تاثیر تنش شوری بر میزان فعالیت آنتی‌اکسیدان‌ها و رشد گیاهچه ژنوتیپ‌های گلرنگ

دوفصلنامه ی علوم به زراعی گیاهی

مقاله 2، دوره 7، شماره 1، شهریور 1396، صفحه 10-21   

چکیده

به منظور ارزیابی اثر تنش شوری بر فعالیت آنزیم‎های آنتی اکسیدان و رشد گیاهچه ژنوتیپ­های گلرنگ آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی در سه تکرار انجام شد. فاکتورهای آزمایشی شامل شش ژنوتیپ گلرنگ (اراک، اصفهان، خراسان، کوسه C111، AC-stirling و Saffire) و پنج سطح شوری شامل محلول 0 (شاهد)، 50 ، 100، 150 و 200 میلی مولار نمک طعام بود. نتایج آزمایش نشان داد که با افزایش شدت تنش شوری میزان فعالیت دو آنزیم آسکوربات پراکسیداز و سوپر اکسید‌دیسموتاز افزایش یافت اما در سطح شوری 200 میلی­مولار نمک، فعالیت این آنزیم­ها کاهش پیدا کرد. تحت تأثیر تنش شوری، بیشترین فعالیت آنزیم‎های آنتی‎اکسیدان سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز در ژنوتیپ اصفهان و کمترین فعالیت این دو آنزیم در ژنوتیپ AC-Stirling مشاهده شد. برهمکنش تنش شوری و ژنوتیپ بر صفات گیاهچه‎ای گلرنگ معنی‎دار نبود اما ژنوتیپ‎های گلرنگ Saffire دارای بیشترین طول ساقه‎چه، وزن خشک ریشه‎چه و طول ریشه‎چه بر سایر ارقام برتری داشتند. 

کلیدواژه‌ها

گلرنگ؛ سوپراکسیددیسموتاز؛ آسکوربات پراکسیداز؛ وزن خشک

اصل مقاله

تاثیر تنش شوری بر میزان فعالیت آنتی­اکسیدان­ها

و رشد گیاهچه ژنوتیپ­های گلرنگ

احسان شهبازی^*1 و پوراندخت گلکار²

1- استادیار گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه کشاورزی و منابع طبیعی رامین، خوزستان، ایران

2- استادیار پژوهشکده زیست فناوری و مهندسی زیستی، دانشگاه صنعتی اصفهان، اصفهان، ایران

* مسئول مکاتبات؛ پست الکترونیک: [e-mail]

چکیده

به منظور ارزیابی اثر تنش شوری بر فعالیت آنزیم‎های آنتی اکسیدان و رشد گیاهچه ژنوتیپ­های گلرنگ آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی در سه تکرار انجام شد. فاکتورهای آزمایشی شامل شش ژنوتیپ گلرنگ (اراک، اصفهان، خراسان، کوسه C111، AC-stirling و Saffire) و پنج سطح شوری شامل محلول 0 (شاهد)، 50 ، 100، 150 و 200 میلی مولار نمک طعام بود. نتایج آزمایش نشان داد که با افزایش شدت تنش شوری میزان فعالیت دو آنزیم آسکوربات پراکسیداز و سوپر اکسید‌دیسموتاز افزایش یافت اما در سطح شوری 200 میلی­مولار نمک، فعالیت این آنزیم­ها کاهش پیدا کرد. تحت تأثیر تنش شوری، بیشترین فعالیت آنزیم‎های آنتی‎اکسیدان سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز در ژنوتیپ اصفهان و کمترین فعالیت این دو آنزیم در ژنوتیپ AC-Stirling مشاهده شد. برهمکنش تنش شوری و ژنوتیپ بر صفات گیاهچه‎ای گلرنگ معنی‎دار نبود اما ژنوتیپ‎های گلرنگ Saffire دارای بیشترین طول ساقه‎چه، وزن خشک ریشه‎چه و طول ریشه‎چه بر سایر ارقام برتری داشتند.

کلمات کلیدی: گلرنگ، سوپراکسیددیسموتاز، آسکوربات پراکسیداز، وزن خشک

 

مقدمه

تنش­های محیطی در حقیقت عوامل محدود کننده رشد می­باشند که باعث کاهش عملکرد گیاهان زراعی می‏شوند. از میان تنش­های غیر زنده تنش حاصل از خشکی و شوری در سطح جهان گسترده­تر بوده و به همین جهت بیشتر مورد مطالعه قرار گرفته­اند، اگر‏چه در طبیعت اصولاً چند تنش با هم رخ می­دهند و تفکیک آنها از یکدیگر مشکل است (31). حدود 20 درصد از اراضی زراعی و نزدیک 5 درصد از اراضی آبی جهان تحت تأثیر تنش شوری قرار دارند (32) و پیش بینی می­شود تا سال 2050 بیش از 50 درصد از زمین­های زراعی دنیا شور شوند (19). شوری بیش از حد به دلایل عمده­ای از قبیل صرف انرژی بیشتر برای جذب آب از خاک در ناحیه ریشه و سازگاری­های بیوشیمیائی برای بقاء در شرایط تنش باعث کاهش رشد گیاه می­گردد. تنش شوری علاوه بر آثار ظاهری دارای آثار فیزیولوژیک بر رشد و متابولیسم گیاه نیز می­باشد. به طور کلی شوری از سه طریق تنش اسمزی، سمیت عناصر و بهم زدن تعادل یونی موجب اختلال در فعالیت گیاه و در نتیجه کاهش رشد آن و عملکرد می­شود (5). همچنین تنش شوری منجر به تولید گونه­های اکسیژن فعال (ROS) در گیاهان می­شود (18). بولخیا و همکاران(8) گزارش کردند که بیشترین خسارت ناشی از تنش­های محیطی در گیاهان در ارتباط با خسارت اکسیداتیو در سطوح مختلف سلولی است. فعالیت گونه­های اکسیژن فعال ممکن است سبب بروز صدماتی مانند اکسیدشدن چربی‎های غشا، تغییر ساختمان پروتئین­ها و اکسید شدن گروه­های سولفیدریل، غیرفعال شدن آنزیم­ها، تخریب کلروفیل، اکسیداسیون پروتئین و تخریب اسید نوکلئیک شود (11، 29).

تنش شوری سبب کاهش درصد جوانه‎زنی و رشد گیاهچه ارقام گلرنگ شد (12، 20). تنش شوری با تأثیر منفی بر فعالیت‎های آنزیمی گیاهچه گندم سبب اختلال در رشد گیاهچه گندم شد.

گیاهان برای مقابله با تنش اکسیداتیو ایجاد شده دارای سیستم دفاعی با کارائی بالا هستند که می­تواند رادیکال‏های آزاد را از بین برده و یا خنثی کنند. این نظام دفاعی شامل مکانیسم‌های آنزیمی و غیرآنزیمی است. آنزیم‌های مهم آنتی اکسیدان شامل سوپر اکسید‌دیسموتاز، آسکوربات پراکسیداز، گلوتاتیون ردوکتاز و کاتالاز (CAT) و نظام غیر آنزیمی شامل متابولیت‌هایی مانند آسکوربیک اسید، گلوتاتیون، کاروتنوئید و ویتامین E می‌باشد (24). سوپراکسیددیسموتاز یکی از مهمترین سدهای دفاعی گیاه در برابر تنش اکسیداتیو می­باشد و نقش اساسی و بارزی در مقابله با گونه­های فعال اکسیژن دارد (29). سوپراکسیددیسموتاز باعث تنظیم میزان سوپراکسید و پراکسید هیدروژن که دو فرآورده چرخه هاپر-ویبر می­باشند، می­شود. همچنین آسیب­های ناشی از رادیکال آزاد هیدروکسیل H که رادیکالی بسیار واکنش­پذیر می­باشد و موجب می­شود تا صدمات اساسی به غشاء پروتئین­ها وارد شود را کاهش می­دهد (27). فعالیت این آنزیم در میتوکندری همراه با گلوتاتیون پراکسیداز باعث پیشگیری از اکسیدایش و تخریب غشاء میتوکندری می­شود (4).

آسکوربات پراکسیداز نیز یکی از آنتی­اکسیدان­های اصلی در سمیت­زدائی محیط سلول از آب اکسیژنه می­باشد و به لحاظ تمایل زیاد که نسبت به آب اکسیژنه دارد، پراکسید هیدروژنی را که مورد مصرف کاتالاز قرار نمی­گیرد خنثی می­کند (14). فعالیت این آنزیم اولین بار در کلروپلاست و در چرخه گلوتاتیون آسکوربات شناخته شد (14، 25). تحقیقات مختلف نشان داده است که ارتباطی قوی بین تحمل به تنش­های اکسیداتیو که به دلیل تنش­های محیطی ایجاد می­شود و افزایش در غلظت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در گیاهان فتوسنتزکننده وجود دارد (4). تولید گونه­های اکسیژن فعال و افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در اثر تیمار شوری در گیاهان مختلف گزارش شده است (24 و 28). کوکا و همکاران (17) افزایش فعالیت آنزیم­های سوپر اکسید‌دیسموتاز، کاتالاز و گلوتاتیون ­ردوکتاز را در اثر تیمار شوری در کنجد گزارش دادند. همچنین دای و همکاران (10) بیان نمودند که میزان سوپر اکسید‌دیسموتاز، کاتالاز و پراکسیداز در گیاهچه کلزا تحت شرایط شوری افزایش یافت.در یک بررسی توسط چای لین و کوی­کا (9) بر روی برنج مشاهده شد که میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان سوپر اکسید‌دیسموتاز، گلوتاتیون ردوکتاز، کاتالاز و پراکسیدازتحت تأثیر تنش شوری افزایش یافت. سایرام و همکاران (24) با مطالعه تنش شوری بر تغییرات آنتی­اکسیدان­های برگ دو ژنوتیپ متحمل و نیمه متحمل گندم دریافتند که شوری در تمام سطوح باعث افزایش فعالیت آنزیم­های سوپر اکسید‌دیسموتاز، گلوتاتیون ردوکتاز و کاتالاز شده است. همچنین آنها دریافتند که میزان افزایش فعالیت این آنزیم­ها در ژنوتیپ متحمل نسبت به ژنوتیپ نیمه متحمل بیشتر بوده است. شهبازی و همکاران (26) فعالیت آنتی اکسیدان­های گلوتاتیون ردوکتاز، آسکوربات پراکسیداز و سوپر اکسید‌دیسموتاز را در مرحله گیاهچه­ای روی ژنوتیپ­های مختلف کلزا تحت تنش شوری مورد مطالعه قرار دادند. آنها گزارش کردند که در تنش شوری 200 میلی­مولار نمک کلرید سدیم فعالیت آنتی اکسیدان­های کاهش یافت. زیرا غلظت بالای نمک باعث تخریب ساختار پروتئینی آنزیم‎ها می‎شود. نتایج این تحقیقات نشان داد که شوری، دارای اثرات نامطلوبی بر رشد گیاهچه­ می­باشد. گلرنگ (Carthamus tinctorius L.) گیاهی یک­ساله و از خانواده مرکبان که به تنش‎های محیطی نظیر شوری و خشکی متحمل است. گیاهان خانواده مرکبان از جمله گلرنگ به تنش شوری در مرحله رشد گیاهچه حساس هستند (13، 16). این گیاه بومی قسمت­هایی از آسیا، خاورمیانه و آفریقا است که امروزه بیشتر برای استخراج روغن از دانه آن کشت می­شود (1). در این مطالعه تاثیر شوری بر میزان فعالیت آنتی­اکسیدان‏ها و رشد گیاهچه ژنوتیپ­های مختلف گلرنگ در مرحله گیاهچه­ای مورد بررسی قرار گرفت.

 

مواد و روش­ها

 برای بررسی واکنش ژنوتیپ­های گلرنگ به تنش شوری در مرحله گیاهچه­ای، آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار در دانشگاه صنعتی اصفهان اجرا گردید. در این آزمایش 6 ژنوتیپ گلرنگ با نام‎های اراک، اصفهان، خراسان، کوسه C111، AC-stirling و Saffire به عنوان فاکتور اول و پنج سطح شوری شامل محلول 0 (شاهد)، 50 ، 100، 150 و 200 میلی مولار نمک طعام به عنوان فاکتور دوم در نظر گرفته شدند.10 بذر از هر ژنوتیپ در گلدان‏های به حجم دو لیتر حاوی ماسه (شسته شده) کشت گردید و با محلول غذایی هوگلند آبیاری می­شد. تیمارهای شوری پس از جوانه­زنی و استقرار گیاهچه­ها به مدت 20 روز اعمال گردید و جهت اندازه­گیری فعالیت آنزیم آنتی­اکسیدان­ (آسکوربات پراکسیداز و سوپر اکسید‌دیسموتاز) از هر واحد آزمایشی 5 گیاهچه (قسمت هوایی) برداشت شد و از این گیاهچه‎ها عصاره‎های آنزیمی جهت بررسی فعالیت آنزیم‎های آنتی‏اکسیدانت استخراج شد (24).

فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز بر اساس روش ناکانو و آسادا (22) بررسی شد. به این منظور یک میلی­لیتر بافر واکنش شامل 50 میلی­مولار بافر فسفات سدیم با pH معادل 7، 50 میلی­مولار اسکوربیک اسید، 1/0 میلی­مولار EDTA، 2/1 میلی­مولار آب اکسیژنه و 1/0 میلی­لیتر عصاره آنزیمی یک دقیقه با هم ترکیب شد. کاهش جذب اسکوربات پراکسید­از در اثر فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 290 نانومتر در مدت یک دقیقه بررسی شد. جهت ارزیابی فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز از احیای نوری نیتروبلوتترازولیوم کلراید به روش بیچمپ و فرایدوویچ (7) استفاده شد. سه میلی­لیتر مخلوط واکنش شامل فسفات سدیم 50 میلی­مولار (با pH معادل 8/7)، محلول متیونین 10 میلی‏مولار، محلول نیتروبلوتترازولیوم کلراید 33 میکرومولار، محلول 1/0 میلی­مولار EDTA، ریبوفلاوین 0033/0 میلی­مولار و 30 میکرولیتر عصاره آنزیمی تهیه شد. پس از آن که مخلوط به هم زده شد، سل­های اسپکتروفتومتری به مدت 10 دقیقه در زیر شش لامپ فلورسنت 15 وات به فاصله 30 سانتی­متر قرار داده شد. با خاموش کردن لامپ واکنش متوقف و جذب مخلوط واکنش در 560 نانومتر خوانده شد. یک واحد فعالیت آنزیم سوپر اکسید دیسموتاز، مقدار آنزیمی در نظر گرفته می­شود که می­تواند به میزان 50 درصد مانع از احیای نوری نیتروبلوتترازولیوم کلراید گردد.

صفات گیاهچه ای شامل طول ریشه‏چه، طول ساقه‏چه، وزن خشک ریشه‏چه و وزن خشک ساقه‏چه از 5 نمونه دیگر هر گلدان اندازه­گیری شد و میانگین نمونه ها در هر تکرار برای آزمایشات مقایسه میانگین استفاده شد. به منظور انجام تجزیه واریانس و مقایسات میانگین از آزمون LSD در سطح آماری پنج درصد و نرم‏افزار SPSS استفاده شد.

 

نتایج و بحث

فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که سطوح شوری، ژنوتیپ و برهمکنش این دو فاکتور تأثیر بسیار معنی­داری بر میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز داشت (جدول 1). شکل 1، نتایج مقایسه میانگین فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز تحت تیمارهای مختلف شوری در ژنوتیپ­های مختلف گلرنگ را نشان داده است. با افزایش سطح شوری به50 میلی­مولار نمک طعام، میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز در همه ژنوتیپ­ها نسبت به شاهد افزایش یافت. بیشترین افزایش فعالیت آنزیم در ژنوتیپ اصفهان در مقایسه با شاهد (%66) و کمترین آن در ژنوتیپ خراسان (%23) مشاهده گردید (شکل 1).با افزایش سطح شوری از 50 به 100 میلی‎مولار نمک طعام میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز در ژنوتیپ اصفهان افزایش پیدا کرد. ضمن اینکه این افزایش تا سطح 150 میلی­مولار نمک ادامه داشت و بیشترین فعالیت سوپر اکسید‌دیسموتاز در ژنوتیپ اصفهان در سطح 150 میلی­مولار نمک بدست آمد (16/99 جذب به ازای هر میلی‎گرم پروتئین). افزایش مقدار نمک از 150 به 200 میلی­مولار باعث کاهش معنی‏دار فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز در ژنوتیپ اصفهان گردید. قابل ذکر است که در این ژنوتیپ میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز در سطح شوری 200میلی‏مولار نسبت به شاهد افزایش معنی­داری نشان داد هر چند که نسبت به سطح شوری 150 میلی‎مولار نمک طعام کاهش یافت (شکل 1). روند فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز برای ژنوتیپ­های اراک، کوسه C111و Saffire تقریباً شبیه ژنوتیپ اصفهان بود هر چند که میزان فعالیت این آنزیم در این ژنوتیپ­ها نسبت به ژنوتیپ اصفهان کمتر بود. میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز در ژنوتیپ AC-stirling بطور متوسط کمتر از سایر ژنوتیپ­ها بود. بیشترین فعالیت این آنزیم در ژنوتیپ AC-stirling در سطح 100 میلی‏مولار نمک مشاهده شد (39 جذب به ازای هر میلی‎گرم پروتئین) که با سطح شوری 50 میلی‏مولار نمک اختلاف معنی­دار نداشت (شکل 1). تحقیقات نشان داده که تغییرات در فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان بسته به شدت و مدت تنش، ژنوتیپ گیاه، غلظت نمک و شرایط محیطی متفاوت باشند (14، 17). وایداناتان و همکاران (28) افزایش میزان فعالیت سوپر اکسید‌دیسموتاز را با افزایش شدت شوری در مطالعه خود بر روی برنج گزارش کردند. اشرف و علی (6) نیز با مطالعه تأثیر شوری بر روی ژنوتیپ­های کلزا افزایش میزان فعالیت سوپر اکسید‌دیسموتاز را با افزایش شدت شوری گزارش کردند. سایر گزارشات نیز در هماهنگی با نتایج مطالعه حاضر حاکی از این است که فعالیت سوپر اکسید‌دیسموتاز تحت شرایط تنش شوری در ژنوتیپ­های متحمل به شوری گیاهان زراعی افزایش یافته است (15، 23). در گیاه آفتابگردان، تنش ناشی از فلز کادمیوم در برگ‏ها منجر به افزایش معنی‌دار در فعالیت سوپر اکسید‌دیسموتاز، گلوتاتیون ردوکتاز و کاتالاز گردید (30).

جدول 1- تجزیه واریانس میانگین مربعات تأثیر شوری و ژنوتیپ بر فعالیت آنزیم‎های آنتی‎اکسیدان و رشد گیاهچه گلرنگ

منبع تغییرات	درجه آزادی	میانگین مربعات
		وزن خشک ریشه­چه	فعالیت آنزیم سوپراکسید دسموتاز	فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز	طول ریشه‏چه	طول ساقچه	وزن خشک ساقه­چه
ژنوتیپ	5	**016/0	**76/3948	**5/1210	**13299	**4283	**088/0
شوری	4	**052/0	**17/1741	**87/1884	**50047	**19801	**373/0
ژنوتیپ × شوری	20	ns0013/0	**43/197	**86/238	ns 1181	ns16/405	ns 014/0
اشتباه	60	0014/0	62/19	03/38	29/1247	298	011/0

ns، * و **: به ترتیب غیرمعنی‌دار و معنی‌دار در سطوح احتمال خطای آماری پنج و یک درصد

نتایج حاصل از تجزیه واریانس حاکی از تأثیر معنی­دار سطوح شوری، ژنوتیپ­ و برهمکنش شوری و ژنوتیپ بر میزان فعالیت آنزیم اسکوربات پراکسیداز بود (جدول 1). مقایسه میانگین­ها نشان داد که ژنوتیپ اصفهان با میزان91 جذب به ازای هر میلی‎گرم پروتئین دارای بیشترین و ژنوتیپ AC-stirling با 58 جذب به ازای هر میلی‎گرم پروتئین کمترین میزان فعالیت آسکوربات پراکسیداز را در شرایط نرمال داشتند (شکل 2). سطح شوری 50 میلی‏مولار نمک طعام موجب افزایش میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در تمام ژنوتیپ‎های مورد مطالعه گردید، اما روند افزایش در ژنوتیپ­های مورد مطالعه متفاوت بود، به طوری که در این سطح شوری ژنوتیپ کوسه C111 با 38 درصد دارای بیشترین و ژنوتیپ Saffire با 7/7 درصد دارای کمترین افزایش فعالیت این آنزیم در مقایسه با شاهد بودند. افزایش میزان شوری از 50 میلی­مولار به 100 میلی­مولار باعث افزایش معنی­دار میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در ژنوتیپ­های اراک و خراسان گردید، ضمن اینکه بیشترین فعالیت این آنزیم مربوط به ژنوتیپ اصفهان در شرایط تنش 100 میلی­مولار نمک بود (شکل 2).

میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسیددیسموتاز (جذب به ازای هر میلی‎گرم پروتئین)

شکل 1 - میزان فعالیت آنزیم سوپر اکسید‌دیسموتاز در غلظت­های مختلف نمک NaCl در ژنوتیپ­های گلرنگ

میانگین­هایی که حداقل دارای یک حرف مشترک هستند بر اساس آزمون LSD_α=0.05با هم اختلاف معنی­داری ندارند.

 

افزودن 150 میلی­مولار نمک طعام به محیط غذایی باعث کاهش معنی­دار میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز نسبت به سطح شوری 100 میلی­مولار در ژنوتیپ­های اصفهان، اراک و کوسهC111 گردید (شکل 2) در حالی که افزودن 150 میلی­مولار نمک طعام موجب افزایش معنی­دار میزان آنزیم آسکوربات پراکسیداز در ژنوتیپ Saffire شد. در بین ژنوتیپ­ها بیشترین فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در این سطح شوری به این رقم اختصاص داشت. افزودن 200 میلی­مولار نمک طعام به محیط غذایی باعث کاهش معنی­دار میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز نسبت به سطح شوری 150 میلی­مولار در ژنوتیپ­های اراک، Saffire، خراسان و اصفهان گردید. بطور متوسط میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در ژنوتیپ AC-stirling نسبت به سایر ژنوتیپ­ها کمتر بود. با توجه به اینکه در محیط تنش شوری میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز نسبت به شاهد افزایش معنی­داری داشت (شکل 2)، با توجه به آستانه تحمل شوری ژنوتیپ­های مورد استفاده، واکنش متفاوت در رابطه با فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز مشاهده شد. در مطالعه حاضر در سطح شوری 200میلی­مولار نمک فعالیت آنتی­اکسیدان آسکوربات پراکسیداز کاهش پیدا کرد که احتمالاً ناشی از آسیب­پذیری اندام­های درگیر در فعالیت آنتی­اکسیدانی در اثر شوری بالا می‎باشد (24).

میزان فعالیت آنزیمآسکوربات پراکسیداز (جذب به ازای هر میلی‎گرم پروتئین)

شکل 2- مقایسه میانگین میزان فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در غلظت­های مختلف نمک NaCl در ژنوتیپ­های گلرنگ

میانگین­هایی که حداقل دارای یک حرف مشترک هستند بر اساس آزمون LSD_α=0.05با هم اختلاف معنی­داری ندارند.

 

طول ریشه‏چه و طول ساقه‏چه

 نتایج تجزیه واریانس نشان داد که بین ژنوتیپ­های مورد مطالعه و سطوح مختلف شوری تفاوت معنی داری از نظر طول ریشه­چه و طول ساقه­چه وجود داشت در حالیکه برهمکنش ژنوتیپ و شوری بر این دو صفت معنی­دار نبود (جدول 1). بر اساس شکل­های 3 و 4، بیشترین مقدار طول ریشه­چه و طول ساقه­چه در ژنوتیپ اصفهان و کمترین آن در ژنوتیپ Ac-stirling مشاهده شد. ژنوتیپ اصفهان از نظر طول ریشه­چه با ژنوتیپ­های خراسان و Saffire و از نظر طول ساقه­چه با ژنوتیپ اراک اختلاف معنی­داری نداشت (شکل 3و 4). مقایسه میانگین سطوح مختلف شوری برای صفات طول رشه­چه و طول ساقه­چه نشان داد که افزایش شوری به 50 میلی­مولار نمک باعث افزایش طول ساقه­چه گردید ولی از نظر طول ریشه­چه با تیمار شاهد اختلاف معنی­داری مشاهده نشد (شکل 5 و 6). افزایش بیش از 50 میلی­مولار نمک باعث کاهش معنی­دار این دو صفت شد (شکل 5 و 6). در مطالعه­ای که اثر تنش شوری در مرحله گیاهچه­ای گلرنگ مورد بررسی قرار گرفت، کاهش معنی­دار طول ریشه­چه با افزایش میزان شوری در این گیاه گزارش گردید (16). طول ریشه از صفات مهم در تحمل به تنش شوری می­باشد زیرا برای جذب آب و مواد غذایی به صورت مستقیم با خاک در ارتباط است (13). کاهش طول ریشه در شرایط شور ناشی از کاهش پتانسیل آب در محیط ریشه که موجب کمبود آب، آثار سمیت یونی و کاهش جذب مواد غذایی توسط ریشه می­شود، می­باشد( 16).

 

شکل 3- مقایسه میانگین طول ساقه­چه ژنوتیپ­های مختلف گلرنگ

 

شکل 4- مقایسه میانگین طول ریشه­چه ژنوتیپ­های مختلف گلرنگ

 

شکل5- مقایسه میانگین طول ساقه­چه در سطوح مختلف شوری

 

شکل 6- مقایسه میانگین طول ریشه­چه در سطوح مختلف شوری

 

وزن خشک ریشه‏چه و ساقه‏چه

نتایج تجزیه واریانس حاکی از تأثیر معنی­دار سطوح شوری و ژنوتیپ بر وزن خشک ریشه­چه و ساقه‏چه بود. در حالی­که برهمکنش ژنوتیپ و شوری بر این صفات معنی­دار نبود (جدول 1). از نظر صفت وزن خشک ساقه­چه ژنوتیپ اصفهان با وزن 424 میلی­گرم بر بوته بیشترین وزن را دارا بود که با ژنوتیپ­های اراک، کوسه C111 و خراسان تفاوت معنی­دای نداشت و ژنوتیپ Ac-stirling دارای کمترین وزن (198 میلی­گرم بر بوته) بود که با سایر ژنوتیپ­ها اختلاف معنی­داری نشان داد (شکل 7). با توجه به شکل 8 ژنوتیپ اصفهان دارای بیشترین وزن خشک ریشه­چه (157 میلی­گرم بر بوته) می­باشد که با ژنوتیپ Saffire تفاوت معنی­داری ندارد و ژنوتیپ Ac-stirling دارای کمترین وزن ریشه­چه (57 میلی­گرم بر بوته) بود. شکل 9 نشان می­دهد که بیشترین مقدار وزن خشک ساقه­چه در میان سطوح تنش شوری در سطح تنش شوری 50 میلی‏مولار و کمترین آن در سطح تنش شوری 200 میلی مولار مشاهده شد. وزن خشک ریشه­چه در سطوح شوری صفر (شاهد) و 50 میلی مولار تفاوت آماری معنی­داری نشان ندادند، در حالی که افزایش بیشتر نمک (سطوح 100، 150 و 200 میلی­مولار نمک طعام) باعث کاهش معنی­دار در وزن خشک ریشه­چه گردید (شکل 14). مانز و همکاران (21) کاهش وزن خشک غلات را ناشی از سمیت یونی و عدم تعادل غذایی عنوان کردند که باعث کاهش جذب مواد غذایی توسط ریشه از خاک می­شود. کایا و همکاران (16) گزارش نمودند تنش شوری سبب کاهش وزن خشک ریشه و اندام هوایی گلرنگ شد. ایشان تجمع یون سدیم و کلر در برگ و ریشه گلرنگ را عامل این کاهش رشد بیان نمودند.

 

شکل 7- مقایسه میانگین وزن خشک ساقه­چه ژنوتیپ­های مختلف گلرنگ

 

 

شکل 8- مقایسه میانگین وزن خشک ریشه­چه ژنوتیپ­های مختلف گلرنگ

 

 

شکل 9- مقایسه میانگین وزن خشک ساقه­چه گلرنگ در سطوح مختلف شوری

 

شکل 10- مقایسه میانگین وزن خشک ریشه­چه گلرنگ در سطوح مختلف شوری

 

نتیجه‎گیری

نتایج تحقیق حاضر نشان داد ارقام اصفهان و Saffire از نظر صفاتی مانند طول ساقه‎چه، طول ریشه‎چه و وزن خشک ریشه‎چه بر سایر ارقام برتری داشتند. همچنین این دو رقم در شرایط تنش شوری میزان فعالیت آنزیم‎های آنتی اکسیدانت بیشتری داشتند که می‎تواند در برنامه‎های اصلاحی گلرنگ برای تحمل تنش شوری مورد توجه قرار گیرد. پیشنهاد می‎شود در تحقیقات آینده میزان تحمل به تنش شوری این ارقام بر اساس شاخص‎های تحمل بر تنش بررسی شود.

 

مراجع

1. آلیاری، ه.، شکاری ف. و شکاری، ف. 1379. دانه­های روغنی، زراعت و فیزیولوژی. انتشارات عمیدی. 182 صفحه.
2. گلکار، پ. و امیری پور م. 1391. اصلاح گیاهان زراعی برای تحمل تنش خشکی، (ترجمه). انتشارات کنکاش، اصفهان، 421 صفحه.
   1. Almansouri, M., Kinet, J. M. and Lutts, S. 2001. Effect of salt and osmotic stresses on germination in durum wheat (Triticum durum Desf.). Plant and Soil,231: 243–254.
   2. Alscher, R., Donahue, J. and Cramer, C. 1997. Reactive oxygen species and antioxidants: relationship in green cells. Physiologia Plantarum, 100: 224-233.
   3. Arzani, A. 2008. Improving salinity tolerance in crop plants: a biotechnological view. In Vitro Cellular and Developmental Biology - Plant, 44: 373-383.
   4. Ashraf, M. and Ali, Q. 2008. Relative membrane permeability and activities of some antioxidant enzymes as the key determinants of salt tolerance in canola (Brassica napus L.). Environmental and Experimental Botany, 63: 266-273.
   5. Beauchamp, C. and Fridovich, I. 1971. Superoxide dismutase: improved assays and an assay applicable to acrylamide gels. Analytical Biochemistry, 44: 276-287.
   6. Bolkhia, O., Virolinen, E. and Fagerstedt, K. V. 2003. Antioxidants oxidative damage and oxygen deprivation stress. Annals of Botany, 91: 179-194.
   7. Chi Lin, C. and Huei Kao, C. 2000. Efeect of NaCl stress on H₂O₂ metabolism in rice leaves. Plant Growth Regulation, 30: 151-155.
   8. Dai, Q. L., Chen, C., Feng, B., Liu, T. T., Tian, X., Gong , Y. Y., Sun, Y. K., Wang, J. and Du, S. Z. 2009. Effects of different NaCl concentration on the antioxidant enzymes in oilseed rape (Brassica napus L.) seedlings. Plant Growth Regulation, 59: 273-278.
   9. Gambarova, N. G. and Gins, M. S. 2008. Characteristics of oxidative stress of plants with C₃ and C₄ photosynthesis during salinization. Russian Agricultural Sciences, 34:77-80.
   10. Ghazizade, M., Golkar, P. and Salehinejad, F. 2012. Effect of Salinity Stress on Germination and Seedling characters in Safflower (Carthamus tinctorius L.) genotypes. Annals of Biological Research, 3 (1):114-118.
   11. Golkar, P. 2011. Inheritance of salt tolerance in safflower (Carthamus Tinctorius L.). Advances in Environmental Biology, 5(11):3694-3699.
   12. Hafsi, C., Romero-Puertas, M., Gupta, D. K., del Río, L. A., Sandalio, L. M. and Abdelly , C. 2010. Moderate salinity enhances the antioxidative response in the halophyte Hordeum maritimum L. under potassium deficiency. Environmental and Experimental Botany, 69: 129-136.
   13. Hoque, M., Okuma, E., Banu, M., Nakamura,Y., Shimoishi, Y. and Murata, Y. 2007. Exogenous proline mitigates the detrimental effects of salt stress more than exogenous betaine by increasing antioxidant enzyme activities. Journal of Plant Physiology, 164: 553-561.
   14. Kaya, M. D., Ipek, A. and Ozturk , A. 2003. Effects of different soil salinity levels on germination and seedling growth of safflower (Carthamus tinctorius L.). Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 27: 221–227
   15. Koca, H., Bor, M., Ozdemir, F. and Türkan, I. 2007. The effect of salt stress on lipid peroxidation, antioxidative enzymes and proline content of sesame cultivars. Environmental and Experimental Botany, 60: 344-351.
   16. Mittler, R. 2002. Oxidative stress, antioxidants and stresss tolerance. Trends in Plant Science, 7: 405-410.
   17. Mokhamed, A. M., Raldugina, G. N., Kholodova, V. P. and Koznetov, V. V. 2006. Osmolyte accumulation in different rape genotypes under sodium chloride salinity. Russian Journal of Plant Physiology, 53: 649-655.
   18. Mostafavi, K. 2011. An evaluation of safflower genotypes (Carthamus tinctorius L.), seed germination and seedling characters in salt stress conditions. African Journal of Agricultural Research, 6(7): 1667-1672.
   19. Munns, R., James, R. A. and Lauchli, A. 2006. Approaches to increasing the salt tolerance of wheat and other cereals. Journal of Experimental Botany, 57: 1025-1043.
   20. Nakano, Y. and Asada, K. 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbat espesific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22: 867–880.
   21. Rout, N. P. and Shaw, B. P. 2001. Salt tolerance in aquatic macrophytes: Possible involvement of the antioxidative enzymes. Plant Science, 160: 415-423.
   22. Sairam R. K., Rao, K. V. and Srivastava, G. C. 2002. Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolive concentration. Plant Science, 163:1037-1046.
   23. Seckin, B., Turkan, I., Sekmen, A. H. and Ozfidan, C. 2010. The role of antioxidant defense systems at differential salt tolerance of Hordeum marinum and Hordeum vulgare L., Environmental and Experimental Botany, 69: 76–85.
   24. Shahbazi, E., Arzani, A. and Saeidi, G. 2011. Effects of NaCl treatments on seed germination on seed and antioxidant activity of canola (Brassica napus L.) cultivars. Bangladesh Journal of Botany, 41(1): 67-73.
   25. Sudhakar, C., Lakshmi, A. and Giridarakumar, S. 2001. Changes in the antioxidant enzymes efficacy in two high yielding genotypes of mulberry (Morus alba L.) under NaCl salinity. Plant Science, 161: 613–619.
   26. Vaidyanathan, H., Sivakumar, P., Chakrabarty, R. and Thomas, G. 2003. Scavenging of reactive oxygen species in NaCl-stressed rice (Oryza sativa L.) – differential response in salt-tolerant and sensitive varieties. Plant Science, 165: 1411-1418.
   27. Yan, P., Li, J. W. and Zeng, L. Y. 2006. Effect of salt and drought stress on antioxidant enzymes activities and SOD isoenzymes of liquorice (Glycyrrhiza uralensis Fisch). Plant Growth Regulation,49: 157-165.
   28. Yannerelli, G. G., Gallego, S. M. and Tamaro, M. L. 2006. Effect of UV-B radiation on the activity and isoforms of enzymes with peroxidase activity in sunflower cotyledons. Environmental and Experimental Botany, 56:174-181.
   29. Zamani, S., Nezami, M. T., Habibi, D. and Khorshidi, M. B. 2010. Effect of quantitative and qualitative performance of four canola cultivars (Brassica napus L.) to salinity conditions. Advances in Environmental Biology, 4: 422-427.
   30. Zhu, J. K. 2001. Over expression of a delta-pyrroline-5-carboxylate synthetase gene and analysis of tolerance to water and salt stress in transgnic rice. Trends in Plant Science, 6: 66-72.