نقش گیرنده های اپیوئیدی بر اخذ غذای ناشی از گلوتامات در جوجه های نوزاد

مجله پلاسما و نشانگرهای زیستی

مقاله 3، دوره 12، شماره 4 - شماره پیاپی 47، آذر 1398، صفحه 23-33   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

مهشید ترک زبان¹؛ مرتضی زندهدل^{* 2}؛ وهاب باباپور³؛ نگار پناهی⁴

¹دانشجوی دکتری دانشکده دامپزشکی دانشگاه علوم تحقیقات، تهران. ایران.

²دانشیار دانشکده دامپزشکی دانشگاه تهران، تهران. ایران.

³دانشکده دامپزشکی دانشگاه تهران، تهران. ایران.

⁴دانشکده دامپزشکی دانشگاه تهران، تهران. ایران

چکیده

زمینه و هدف:علیرغم این که سیستم­های گلوتاماترژیک و اوپیوئیدرژیک نقش کلیدی در تنظیم اشتها بازی می­کنند، اما تقابل عمل آن ها در تنظیم مصرف غذا در جوجه­های گوشتی صورت نگرفته است. لذا مطالعه حاضر به منظور بررسی تداخل این دو سیستم، بر اخذ تجمعی غذا در جوجه‌های گوشتی انجام گرفت.
روش کار: این مطالعه در 3 مرحله(هر مرحله بر روی 4 گروه آزمایشی و 11 جوجه) انجام گرفت. در آزمایش 1 جوجه­ها تزریق بطنی مغزی سالین(کنترل)، گلوتامات(300 نانومول)، -FNAβ(آگونیست‌های گیرنده­های µ ، 5 میکروگرم) و تزریق توام گلوتامات + -FNAβ را دریافت کردند. آزمایشات 2 و 3 مشابه آزمایش 1 بود به جز این که جوجه­ها تزریقNTI(آگونیست‌های گیرنده­های δ ، 5 میکروگرم) و nor-BNI(آگونیست‌های گیرنده­های κ، 5 میکروگرم) را به جای -FNAβ دریافت کردند. سپس میزان اخذ غذای تجمعی در زمان‌های 30، 60و120 دقیقه بعد از تزریق اندازه‌گیری گردید.
یافته‌ها: نتایج نشان دهنده این بود که تزریق گلوتامات به طور معنی­داری موجب کاهش اشتها در مقایسه با گروه کنترل شد(05/0>P). تزریق توام گلوتامات و آنتاگونیستµ اوپیوئیدی، افزایش معنی ‌داری در اخذ تجمعی غذا نسبت به گروه کنترل گردید(05/0>P).
نتیجه‌گیری: نتایج پژوهش حاضر نشان داد که تداخل بین سیستم گلوتاماترژیک و اوپیوئیدرژیک مرکزی بر رفتار تغذیه‌ای وجود دارد که از طریق گیرنده‌های اوپیوئیدیµدر جوجه‌های گوشتی میانجی‌گری می‌شود.

کلیدواژه‌ها

سیستم گلوتاماترژیک؛ سیستم اوپیوئیدرژیک؛ اخذ غذا؛ جوجه گوشتی

اصل مقاله

عامل اصلی در تعیین ترکیب بدنی و میزان رشد و نمو در طول زندگی حیوانات مصرف خوراک است. رفتار تغذیه‌ای توسط یک سری سازوکارهای فیزیولوژیکی در سطوح مختلف دستگاه عصبی محیطی و مرکزی تنظیم می‌گردد(22). این رفتار توسط ساز و کارهای نوروشیمیایی پیچیده‌ای در بخش‌های مختلفی از مغز مثل هیپوتالاموس، هسته پرابراکیال، هسته قوسی و آمیگدال تنظیم می‌شود(26، 7). تاکنون تحقیقاتی در ماکیان رابطه با نوروپپتیدها میانجی‌ها از جمله لپتین(20، 13)، دوپامین و سروتونین(12)، کوله سیستوکنین(37) و غیره، یکی از نوروترانسمیترهای مهاری اوپیوئیدها هستند که گیرنده‌های آن ها در سرتاسر سیستم عصبی مرکزی مهره‌داران گسترش یافته است(3). تحقیقات عملکردهایی را مثل خاصیت ضددردی(21)، کنترل قلبی_تنفسی و تأثیر بر سیستم ایمنی بدن و غیره برای سیستم اوپیوئیدرژیک درون‌زاد و لیگاندهای آن ها نشان داده است(39). 5 گیرنده مو، سیگما، کاپا، دلتا و اپسیلون برای اوپیوئیدها شناسایی شده است(24). همه این رسپتورها با پروتئین G مزدوج هستند و همگی آن ها آدنیلیل سیکلاز را مهار می‌کنند(17). محققان نقش سیستم اوپیوئیدی آندوژن را در کنترل و تنظیم رفتار تغذیه پستانداران تائید کرده و نشان دادند که در سیستم عصبی مرکزی جوجه‌ها هر سه گیرنده کاپا، دلتا و مو اوپیوئیدی وجوددارد(38، 9، 8). چون دستگاه گوارش غنی از گیرنده‌های اوپیوئیدی است پس تاثیر آن بر این دستگاه غیر قابل انکار است. اوپیوئیدها در معده باعث افزایش تونوس معده و کاهش حرکات آن می‌شوند هم چنین باعث کاهش ترشح اسید معده می‌گردند. در روده باعث افزایش تونوس روده و اسپاسم‌های دوره‌ای و کاهش حرکات دودی آن می‌شوند. یکی از اثرات مزمن اوپیوئیدها ایجاد یبوست ناشی از اثرات پاراسمپاتیک مرکزی آن ها است. هم چنین باعث انقباض مجرا و بسته شدن اسفنگتراُودی، برگشت صفرا و آنزیم‌های پانکراس می‌شوند(1). تزریق زیر جلدی و داخل صفاقی آگونیست رسپتور کاپای اوپیوئیدی(داروی تیفلوادم) باعث افزایش اخذ غذا بدون تاثیر بر اخذ آب گردیده است(25). گلوتامات به ‌عنوان مهم ترین میانجی عصبی تحریکی در مغز و طناب نخاعی شناخته شده است و مسئول بیش از 75 درصد از انتقالات سیناپسی تحریکی در مغز است)33)، ساختمان مولکولی آن به 2 شکل تا خورده و باز است، از نظر فارماکولوژی گیرنده‌های مهمی و نوتروپیک گلوتامات از طریق 3 نوع آگونیست انتخابی قابل تشخیص هستند:  Nمتیل-دی- آسپارتات یاNMDA ، آلفا_آمینو–3–هیدروکسی– 5 هیدروکسی– 5 متیل– 4 اپزوکسازولپروپیوناتAMPA ، کاینات(Kainat)، کایناتو AMPAاغلب همراه هم و به عنوان رسپتورهایnon-NMDA یا گیرنده های غیرNMDA نامیده می‌شوند(30، 28)، اطلاعات حسی از دستگاه گوارش از طریق فیبرهای آوران به هسته دستجاتم نزولی ختم می‌شوند که نوروترانسمیتر غالب در این مسیرها گلوتامات است و گیرنده‌های NMDA در هسته دستجات منزوی در انتقال عصبی آوران شرکت دارند. هسته دستجات منزوی این اطلاعات حسی را انسجام می‌دهند و این اطلاعات را به نورون‌های پیش عقده‌ای پاراسمپاتیکی هسته حرکتی پشتی عصب واگ(DMV) و به نقاط دیگر انتقال می‌دهند و در مسیر وابران از نوروترانسمیترهای نوراپی‌نفرین، گلوتامات و غیره استفاده می‌کند(6). تجویز منوسدیم گلوتامات(MSG) در مغز موجب هاپیرگلاسیمی و در نتیجه کاهش دریافت غذامی‌شود(4). این در حالی است که تجویز خوراکی آن، باعث افزایش اشتها گردیده است(19). هم چنین تزریق درون سلولی آن باعث چاقی دررت و موش سوری گردید(6). بررسی ها نشان می دهد که تداخل بین سیستم گلوتاماترژیک و اوپیوئیدرژیک از طریق گیرنده‌های اوپیوئیدی با گیرنده های گلوتامات میانجی‌گری می‌شود. گیرنده‌های NMDA در حساس‌سازی رسپتورهای µ اوپیوئیدی درناحیه CA1 هیپوکمپ رت دخالت دارند، بررسی‌ها نشان داد حساس‌سازی رفتاری در اپیوئید‌ها می‌تواند سطح گلوتامات را در ناحیه تگمنتوم شکمی مغز(VTA) و قسمت جلو پیشانی قشر مغز تغییر دهد(16). هم چنین نتایج مطالعات رفتاری محققان نشان می دهد که دسته وسیعی از آنتاگونیست رسپتور NMDA، تحمل به اثرات ضد دردی مورفین را کاهش می‌دهد(35، 34)، بررسی‌ها هم پوشانی و تاثیر گیرنده‌های اوپیوئیدی مو بر رسپتورهای گلوتامات را تائید کردند، مورفین متصل به یک پروتئین مهاری، در پایانه‌های پس‌سیناپسی گلوتاماترژیک وگاباارژیک و غیره نورون‌های واسطه‌ایی نخاع یافت می‌شود و در تجویز حاد اوپیوئید ها درهسته اکومبانس یک حیوان ساده، مورفین انتشار و رهایش گلوتامات و گابا را از طریق مهار Ca₂⁺ و هدایتK⁺ و هم چنین مهار فعالیت میانجی cAMP ضربان ساز کاتیونی غیرانتخابی، سرکوب می‌کند و جریان گیرنده NMDA پس ‌سیناپسی به واسطه تقویت مورفین، تقویت می‌گردد(15)، بررسی‌هایی که تاکنون انجام شده، در شناسایی نواحی ویژه و هم چنین میانجی‌های عصبی درگیر در تنظیم دریافت خوراک کم کقابل توجهی کرده است و هر چه اطلاعات بیشتری در این مورد به دست آید، امکان بررسی و دستکاری سیستم‌ها، به منظور بررسی‌های وسیع‌تر و دقیق‌تر، راحت‌تر و بیشتر می‌شود(29). در مطالعات گذشته اثر سیستم های اوپیوئیدی وگلوتامات بر دریافت غذا مشخص شده است اما تداخل آن ها به ویژه در جوجه‌های گوشتی جهت اخذ غذا، بررسی نشده و ضروری است که مورد مطالعه قرارگیرد. لذا یک تحقیق تجربی بر روی تاثیر تداخل این سیستم‌ها بر اخذ غذا در جوجه‌های گوشتی ضروری به نظر می‌رسد. با مطالعه حاضر جنبه‌های دیگری از این موضوع مورد بررسی قرارگرفت.

مواد و روش ها

این مطالعه در3 مرحله و در هر مرحله آزمایشات بر روی 4 گروه آزمایشی شامل یک گروه کنترل و سه گروه تیمار انجام گرفت و در هر گروه آزمایشی از 12 قطعه جوجه نژاد گوشتی راس 308 استفاده شد. جوجه‌های مورد آزمایش در اتاق‌‌های مجزا با نورمداوم(23 ساعت روشنایی و 1 ساعت تاریکی)، دمای1±32 درجه سانتی‌گراد، رطوبت نسبی 60-40% و با دسترسی آزاد به آب و جیره استارتر(شامل 21-20 درصد پروتئین و 2850 کیلوکالری انرژی قابل متابولیسم) نگهداری شدند(جدول 1). جوجه‌ها به‌ مدت 3 روز به صورت گروهی و بعد در قفس‌های انفرادی قرار گرفتند. تزریق داخل بطن مغزی(ICV) در 3روزگی جوجه‌ها انجام شد. جوجه‌ها به‌ مدت 3 ساعت قبل از آزمایش از غذا محروم شدند. تزریق داخل بطن مغزی در جوجه‌ها، به روزش دیویس و همکاران(18، 10)، با استفاده از سرنگ هامیلتون از طریق سوراخ ایجاد شده در بطن انجام گردید(36). جهت تزریق داخل بطن مغزی در جوجه‌ها، سر جوجه هوشیار توسط یک وسیله آکریلیک که زاویه نوک آن 45 درجه می‌باشد نگهداشته می‌شد به طوری که سطح جمجمه موازی با سطح میزکار قرار داده می شد،کلیشه ای بلافاصله بر روی جمجمه در ناحیه بطن راست قرار می‌گرفت یک سوراخ در کلیشه تعبیه شده بود، که با استفاده از سرنگ هامیلتون از طریق سوراخ ایجاد شده در بطن مواد مورد نظر تزریق می‌گردد (سر سوزن تنها به اندازه 4 میلی متر در پوست و جمجه فرو می‌ر‌فت)(36)،  این پروسه در جوجه‌ها استرس‌زا نبود(31). حجم تزریقات در هر گروه 10 میکرولیتر بود. بعد از تزریق؛ بلافاصله جوجه‌ها به قفس برگردانده شده و به صورت آزاد به آب و غذا دسترسی داشتند. سپس میزان اخذ غذای تجمعیدر زمان‌های 30، 60 و 120 دقیقه بعد از تزریق اندازه‌گیری ‌شد. هم چنین اخذ غذا به عنوان درصد یا زوزن بدن بیان گردید تا تاثیر تفاوت وزن بین جوجه‌ها بر میزان اخذ غذا به حداقل برسد. در پایان هر مرحله از آزمایش، جوجه‌ها با اتر کشته شده و محل تزریق مورد بررسی قرار گرفت و تنها داده‌های جوجه‌هایی که رنگ در بطن جانبی آن ها بود(شکل 1) مورد آنالیز قرار گرفت، زیرا رنگ اوانس بلو 1/0 درصد در نرمال سالین 85/0% به عنوان شاهد در گروه کنترل استفاده می‌شد و دیگر دارو‌های مد نظر یا در آن حل شده و یا در آن رقیق می‌شدند.

دوزهای موثر داروها

1-آنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ (Beta- Funaltrexamine ) با دوز5 میکروگرم

2- آنتاگونیست δ اوپیوئیدیNTI (Naltrinodole) با دوز5میکروگرم

3-آنتاگونیستκ اوپیوئیدی nor-BNI (Nor-binaltorphimine)با دوز5 میکروگرم

4-گلوتامات با دوز 300 نانومول

در اولین مرحله آزمایش، 4 گروه شامل یک گروه کنترل که سرم فیزیولوژی به همراه اوانس بلو1/0 درصد در بطن مغزتزریق شد وسه گروه تیمار که در تیمار یکآنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ، در تیمار دومگلوتاماتو در تیمار سوم تزریق ترکیبی گلوتامات و آنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ به طور هم­زمان انجام شد. آزمایشات مرحله 2 و3 هم شامل 4 گروه و مانند گروه 1 بودند و آنتاگونیست δ اوپیوئیدی NTI و آنتاگونیستκ اوپیوئیدی nor-BNI جایگزین آنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ شدند. برای تجزیه و تحلیل نتایج به دست آمده از آزمایشات، اخذ غذای تجمعی(گرم) در تمامی گروه‌ها و در هر مرحله زمانی با استفاده از نرم افزارSPSS ver.16 آنالیز واریانس دو طرفه( (ANOVA مورد بررسی قرار گرفت و برای ارزیابی اختلاف معنی دار بین گروه‌ها از آزمون تعقیبی (Post Hoc)Tukey-Kramer test استفاده شد. سطح معنی دار(05/0>P) در نظر گرفته و نتایج در همه موارد به صورتMean±SEM  بیان گردید.

 

جدول 1-جیره‌ی غذایی جهت تغذیه جوجه‌ها
بهترین زمان مصرف	3-0 هفتگی
شکل خوراک	پلت
انرژی قابل متابولیسم (کیلوکالری/کیلوگرم	2850
پروتئین خام (درصد)	21-20
لیزین (درصد)	05/1
متیونین (درصد)	47/0
متیونین + سیستئین (درصد)	74/0
تریپتوفان (درصد)	18/0
ایزولوسین (درصد)	74/0
کلسیم (درصد)	1
فسفر (درصد)	50/0
کلرید+ سدیم (درصد)	36/0

نتایج

در این آزمایش تزریق داخل بطن مغزی گلوتامات و آنتاگونیستµ اوپیوئیدی(FNA–β) و تزریق ترکیبی گلوتامات به علاوه FNA–β به منظور بررسی مقدار اخذ غذای تجمعی بر اساس درصد وزن بدن(نمودار 1) انجام شد، در تزریق داخل بطن مغزی، اخذ تجمعی غذا در گروه‌های دریافت کننده گلوتامات نسبت به گروه کنترل بصورت معنی داری کاهش یافت(05/0>P)، تزریق آنتاگونیست اوپیوئید µ هیچ تغییر معنی داری را نسبت به گروه کنترل نشان نداد اما تزریق ترکیبی گلوتامات و آنتاگونیست µ اوپیوئیدی(–FNAβ)،افزایش معنی داری در اخذ تجمعی غذا نسبت به گروه دریافت کننده گلوتامات داشت(05/0>P). در آزمایش دوم(نمودار2) تزریق گلوتامات باعث کاهش دریافت غذا به صورت معنی دار در جوجه‌‌‌‌‌‌ها نسبت به گروه کنترل گردید و تزریق آنتاگونیست δاوپیوئیدی(NTI)، هیچ تغییر معنی­داری را نسبت به گروه کنترل نشان نداد هم چنین تزریق ترکیبی گلوتامات و آنتاگونیست δاوپیوئیدی(NTI)، تغییر معنی داری در اخذ تجمعی غذا نسبت به گروه دریافت کننده گلوتامات نداشت(05/0>P). در آزمایش سوم(نمودار 3) مانند دو آزمایش اول، تزریق داخل بطن مغزی گلوتامات، اخذ غذا را به صورت معنی داری در جوجه‌های گوشتی نسبت به گروه کنترل کاهش داد(05/0>P)، تزریق آنتاگونیست κاوپیوئیدی(nor-BNI)، در جوجه ها تغییر معنی داری در دریافت تجمعی غذا نسبت به گزوه کنترل نداشت و همین طور هم چنین تزریق ترکیبی گلوتامات و آنتاگونیست κاوپیوئیدی(nor-BNI)، تغییر معنی داری در اخذ تجمعی غذا نسبت به گروه دریافت کننده گلوتامات نشان نداد(05/0>P).

 

 

 

نمودار1- اثر تزریق داخل بطن مغزی گروه کنترل،گلوتامات، آنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ و تزریق ترکیبی گلوتامات بعلاوه –FNAβ بر مقدار اخذ غذای تجمعی بر اساس درصد وزن بدن (%BW) (گرم) در جوجه های گوشتی محروم از غذا به مدت ۳ ساعت در دوره‌های زمانی مختلف.

داده ها به صورت میانگین و انحراف معیار (Mean±SEM) ارائه شده‌اند. ستون‌های دارای حروف لاتین نامشابه (aوb) در هر زمان اختلاف معنی‌دار بین تیمارها را نشان می‌دهد (05/0>P).

 

 

نمودار2- اثر تزریق داخل بطن مغزی گروه کنترل،گلوتامات، آنتاگونیست δ اوپیوئیدیNTI و تزریق ترکیبی گلوتامات بعلاوه NTI بر مقدار اخذ غذای تجمعی بر اساس درصد وزن بدن (%BW) (گرم) در جوجه‌های گوشتی محروم از غذا به مدت ۳ ساعت در دوره‌های زمانی مختلف.

داده‌ها به صورت میانگین و انحراف معیار (Mean±SEM) ارائه شده‌اند. ستون‌های دارای حروف لاتین نامشابه (aوb) در هر زمان اختلاف معنی‌دار بین تیمارها را نشان می‌دهد (05/0>P).

 

 

نمودار3- اثر تزریق داخل بطن مغزی گروه کنترل،گلوتامات، آنتاگونیست κ اوپیوئیدی nor-BNI و تزریق ترکیبی گلوتامات به علاوه nor-BNI بر مقدار اخذ غذای تجمعی بر اساس درصد وزن بدن (%BW) (گرم) در جوجه‌های گوشتی محروم از غذا به مدت ۳ ساعت در دوره‌های زمانی مختلف.

داده‌ها به صورت میانگین و انحراف معیار (Mean±SEM) ارائه شده‌اند. ستون‌های دارای حروف لاتین نامشابه (aوb) در هر زمان اختلاف معنی‌دار بین تیمارها را نشان می‌دهد (05/0>P).

 

 

شکل 1- اثر تزریق داخل بطن مغزی گروه کنترل،گلوتامات، آنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ و تزریق ترکیبی گلوتامات بعلاوه –FNAβ محل درست تزریق (قسمت آبی رنگ)

 

 

شکل 2-اثر تزریق داخل بطن مغزی گروه کنترل،گلوتامات، آنتاگونیست δ اوپیوئیدیNTI و تزریق ترکیبی گلوتامات بعلاوه NTI

 

 

شکل3-اثر تزریق داخل بطن مغزی گروه کنترل،گلوتامات، آنتاگونیست κ اوپیوئیدی nor-BNI و تزریق ترکیبی گلوتامات به علاوه nor-BNI

بحث ونتیجه گیری

 

در مطالعات پیشین در مورد نقش گلوتامات بر میزان اخذ غذا محققان نشان دادند که تزریق داخل بطن مغزی گلوتامات در جوجه های گوشتی باعث کاهش معنی دار اخذ غذا گردید(5)، در مورد کبوتر هم نتایج مشابهی به دست آمد(27)، که با نتایج تحقیق حاضر همخوانی داشت، هم چنین تزریق داخل بطن مغز CNQXآنتاگونیست گیرنده‌های AMPA و)Kainate گیرنده‌هاى غیره NMDA) باعث کاهش اخذآب و غذا به صورت معنى‌دار شد، دی و همکاران نشان دادند که تزریق گلوتامات به درون هسته هیپوتالاموس جانبى در موش رت نر و محروم از غذا در نخستین ساعت پس از تزریق، باعث افزایش اخذ غذا گردید(11)، تفاوت نتایج حاصل از تزریق گلوتامات به داخل هسته هیپوتالاموس جانبى در موش رت در مقایسه با نتایج حاصل در جوجه مى تواند مربوط به اختلافات بین گونه‌اى باشد. این مطالعه با هدف بررسی و آشکارسازی تداخل عمل بین سیستم‌های گلوتاماترژیک و اوپیوئیدرژیک در تنظیم مرکزی اخذ غذا در جوجه‌های نژاد گوشتی راس308 انجام گرفت. بسیاری از تحقیقات اثرات متقابل اوپیوئید‌ها و سیستم گلوتامات رژیک را در سیستم عصبی مرکزی تأییدکرده‌اند. در این بررسی در تزریق هم زمان درون بطن مغزی گلوتامات و آنتاگونیست µ اوپیوئیدی –FNAβ باعث، افزایش معنی دار اخذ تجمعی غذا گردید، شواهد و مدارک فزاینده‌ای وجود دارد که نشان می دهد، ترکیبات اوپیوئیدی به طور معنی داری نقل و انتقال سیناپس های گلوتامات رژیک و انعطاف پذیری نورونی را در هیپوکامپ تغییر می دهند گزارش شده است که مصرف اوپیات‌ها موجب افزایش معنی‌دار در غلظت گلوتامات خارج سلولی در بسیاری از نواحی مغز می شود که ممکن است این افزایش، نقل و انتقالات عصبی را تحت تاثیرخود قرار دهد(32، 2). بررسی‌ها نشان دادند که آزاد سازی داخل سلولی اوپیوئیدها و استفاده از اوپیوئیدها به صورت خارج سلولی، باعث آزاد سازی گلوتامات به عنوان جزء تحریکی نوار شبکه عضلانی طولی می شود(14). گزارشات نشان می دهد که تحریک گیرنده‌های اوپیوئیدی در سطح شکمی میانی کورتکس مغز(VMPFC) به واسطه دریافت سیگنال‌های گلوتامات، باعث تحریک رفتار تغذیه‌‌ای شده است، به عنوان مثال تزریقDAMGO به دنبال مسدود کردن گیرنده هایAMPA در پوسته هسته اکومبنس میزان دریافت غذا را در موش افزایش داد. تزریق درون بطن مغزی آگونیست گیرنده هایAMPA (امانهNMDA)، رفتار تغذیه ای را سرکوب کرد و به طور هم زمان باعث ایجاد رفتار پرورشی و بیش ‌فعالی حرکتی گردید(23). این نتایج نشان می دهد که احتمالاً تداخل بین سیستم گلوتاماترژیک و اوپیودرژیک مرکزی بر رفتار تغذیه ای از طریق گیرنده های اوپیوئیدی µ و گلوتامات در جوجه های سه روزه گوشتی میانجی‌گری می‌شود. تا به‌حال مطالعه‌ای در رابطه با تداخل سیستم گلوتاماترژیک و اوپیودرژیک مرکزی بر رفتار تغذیه‌ای در حیوانات صورت نگرفته است، لذا این مطالعه قادر به مقایسه نتایج این بررسی با مطالعات دیگر نمی باشد.

مراجع

-رضوانفر، م.، سینائی، ف. 1398. فارماکولوژی پایه و بالینی. چاپ اول. تهران: انتشارات اندیشه رفیع. صفحات، 651-639.

2.Aghajanian, G.K., Kogan, J.H., Moghaddam, B. (1994). Opiate with drawal and increases glutamate aspartate efflux in the locus coeruleus: an in vivo microdialysis study. Brain Res, 636; 126–130.

3.Akil, J., Watson, S. J., Young, E., Lewis, M. E., Khachaturiuan, H. and Walker, J. M. (1984). Endogenous opioids: biology and function. Annu Rev Neurosci, 7; 223– 255.

4.Andrade De, I. S., Gonzalez, J. C., Hirata, A. F., Carneiro,G., Amado, D., Cavalheiro, E. A. (2006). Central but not peripheral glucoprivation is impaired in monosodium glutamate-treated rats. Neurosci Lett, 398(1-2); 6-11.

5.Baghbanzadeh ,A., Babapour, V. (2001). CNS glutamatergic of food intake in domestic fowl.Appetite, 37; 267.

6.Barbato, G. F. (1994). Genetic control of food intake in hickens. J Nutr, 124; 1341S-1348S.

7.Boswell, T. (2005). Regulation of energy balance in birds by the neuroendocrine hypothalamus. J Poult Sci, 42(3); 161-181.

8.Bungo, T., Dodo, K-I., Kawamura, K., Izumi, T. and Ueda, H. (2005). Effects of various μ and δ opioid ligads on food intake in the meat-type chick. Physiol Behav, 85(5); 519-523.

9.Bungo, T., Kawamura, K., Izumi, T., Dodo, K-I., Ueda, H. (2004). Feeding responses to μ, δ and κ-opioid receptor agonists in the meat-type chick. Pharmacol Biochem Behav, 78(4); 707-710.

10.Davis, J. L., Masuoka, D. T., Gerbrandt, L. K. and Cherkin, A. (1979). Auto radiographic distribution of L-proline in chicks after intracerebral injection. Physiol Behav, 22(4); 693-695.

11.Dee, M.G., Spears, L.C., Stanely, B.G. (1993). Lateral hypothalamic injection of glutamate, Kainic acid, N-methyl–D-aspartic acid rapidly elicit intense transient eating in Rats. Brain Res, 613; 8 -95.

12.Denbow, D.M., Van kery, HP., Cherry, J.A. (1982). Feeding and drinking response of young chicks to injection of serotonin into the lateralventricle of the brain. Poult Sci, 61; 150 -155.

13.Denbow, D.M., Meade, S., Robertson, A. (2000). Leptin-induced decrease in foodintake in chickens. Physiology & Behavior, 69; 359-362.

14.Donnerer, J., Liebmann, I. (2009). Evidence for opioid-induced release of glutamate in guinea pig longitudinal muscle–myenteric plexus strip. Neuroscience Letters, 462; 118–120.

15.Elena, H., Chartoff, E. H., Connery, H. S. (2014). It’s MORe exciting than mu: crosstalk between mu opioid receptors and glutamatergic transmission in the mesolimbic dopamine system. Pharmacol, 27; 5-16.

16.Farahmandfar, M., Karimian, S.M., Zarrindast, M.R., Kadivar, M., Afrouzi, H., Naghdi, N. (2011). Morphine sensitization increases the extracellular level of glutamate in CA1 of rat hippocampus via µ-opioid receptor. Neurosci Letters, 494; 130–134.

17.Filizola, M., Devi, L. A. (2013). Grand opening of structure-guided design for novel opioids.Trends Pharmacol Sci, 34(1); 6-12.

18.Furuse, M., Matsumoto, M., Saito, N., Sugahara, K., Hasegawa, S. (1997). The central corticotropin-releasing factor and glucagon-like peptide-1 in food intake of the neonatal chick. Eur J Pharmacol, 339(2-3); 211-214.

19.Hernandez, F. T. J. A. (2005). Effect of monosodium glutamate given orally on appetite control(a new theory for the obesity epidemic). An R Acad Nac Med, 122(2); 341-355.

20.Huang, X., Fan, Y., Zhang, H., Wang, P., Yuan, J., Li, M. and et al. (2008). Serum leptin and soluble leptin receptor in non-alcoholic fatty liver disease. World J Gastroenterol, 14(18); 2888-2893.

21.Kanjhan, R. (1995). Opioids and pain. Clin Exp Pharmacol Physio, 22(6-7); 397-403.

22.Kuenzel, W. J., Beck, M.M., Teruyama, R. (1999). Neural sites and pathways regulating food intake in birds:A comparative analysis to mammalian systems. J Exper zool, 283; 384-394.

23.Mena, JD., Selleck, RA., Baldo, BA. (2013). Mu-opioid stimulation in rat prefrontal cortex engages hypothalamic orexin/hypocretin-containing neurons, and reveals dissociable roles of nucleus accumbens and hypothalamus in cortically driven feeding. J Neurosci, 33(47);18540 –18552.

24.Minami, M. (1995). Molecular biology of the opioid receptors : structures functions and distributions . Neurosci, R. 23; 121-45.

25.Morley, J. E., Levine, A. S., Grace, M., Kneip, J., Zeugner, H. (1983). The effect of the opioid-benzodiazepine, tifluadom, on ingestive behaviors. Eur J Pharmacol, 93(3-4); 265-269.

26.Parker, K. E., Johns, H. W., Floros, T. G., Will, M. J. (2014). Central amygdale opioid transmission is necessary for increased high-fat intake following 24-h food deprivation, but not following intra-accumbens opioid adminis tration. Behav Brain Res, 260; 131-138.

27.Paschoalini, M.N., Freitas, C.G., Decarvalho, N.A., Seidler, H.B., Zeni, L.A. (2000). Glutamateergic control of food intakein pigeons. Pharmacol. Biochem. Behav., 65; 67-74.

28.Platenik, J., Kuramoto, N. and Yoneda, Y. (2000). Molecular mechanisms associated with long-term consolidation of the NMDA signals. Life Science, 67; 335-364.

29.Richards, M. P., Proszkowiec-Weglarz, M. (2007). Mechanisms regulating feed intake, energy expenditure, and body weight in poultry. Poul Sci, 86; 1478–1490.

30.Riedel, G., Platt, B., and micheau, J. (2003). Glutamate receptor function in learning and memory. 5Behavioral Brain Research, 140; 1-47.

31.Saito, E. S., Kaiya, H., Tachibana, T., Tomonaga, S., Denbow, D. M., Kangawa, K. (2005). Inhibitory effect of ghrelin on food intake is mediated by the corticotropin-releasing factor system in neonatal chicks. Regul Pept, 125(1-3); 201-208.

32.Sepulveda, M. J., Hernandez, L., Rada, P., Tucci, S., Contreras, E. (1998). Effect of precipitated with drawal on extra cellular glutamate and aspartate in the nucleus accumbens of chronically morphine-treated rats: an in vivo microdialysis study. Pharmacol.Biochem. Behav, 60; 255–262.

33.Stanley, B.G., Ha, L.H., Spears, L.C. (1993). Lateral hypothalamic injections of glutamate, kainic acid, D,L-amino-3-hydroxy-5-methyl-isoxazole propionic acid or Nmethyl-D-aspartic acid rapidly elicit intense transient eating in rats. Brain Res, 630; 41-49.

34.Tikka, T.M., Koistinaho, J.E. (2001). Minocycline provides neuroprotection against N-Methyl-D-aspartate neurotoxicity by inhibiting, microglia. J Immunology, 166; 7527-7533.

35.Trujillo, K.A., Akil,H. (1991). Inhibition of morphine tolerance and dependence by the NMDA receptor antagonist MK-801. Science, 251; 85-87.

36.Van Tienhoven, A., Juhasz, L. P. (1962). The chicken telencephalon, diencephalon and mesencephalon in sterotaxic coordinates. J Comp Neurol, 118(2); 185-197.

37.Wynne, K., Standley, S., McGown, B., Bloom, S. (2005). Appetite control. J Clin Endocrinol Metab, 184(2); 291-318.

38.Yanagita, K., Shiraishi, J., Fujita, M., Bungo, T. (2008). Effects of N-terminal fragments of β-endorphin on feeding in chicks. Neurosci Lett, 442(2); 140-142.

39.Zhang, C., Moss, I. R. (1995). Age-related mu-, delta- and kappa-opioid ligands in respiratory-related brain regions of piglets: effect of prenatal cocaine. Brain Res Dev Brain Res, 87(2); 188–193.