Farsi Abstracts

Iranian Journal of Plant Physiology

دوره 11، شماره 2، فروردین 2021، صفحه 3637-3649   

نوع مقاله: Original Article

شناسه دیجیتال (DOI): 10.22034/ijpp.2021.681721

نویسنده

All Authors All Authors

Departments

چکیده

 
کاهش انتشار متان در مزارع شالیزار با استفاده از بیوسیلیس پوسته برنج
 
جان بیماسری* ، ددیک بودیانتا ، محمد عمر هارون و مارسی
دانشگاه موسی راواس ، لوبوکلینگگاو ، سوماترای جنوبی اندونزی
 
* عهده دارمکاتبات [e-mail]
 
چکیده فارسی
 افزایش تولید شالیزار اثرات زیست محیطی دارد زیرا کشت شلتوک به 46.2 درصد از کل انتشار گازهای گلخانه ای از کشاورزی کمک می کند. میزان انتشار شالیزار 76٪ از متان است. در همین حال ، دانه تولید شده توسط شالی از 16.3٪ تا 28٪ پوسته با 18 تا 22.3٪ سیلیس تشکیل شده است. سیلیس موجود در خاک می تواند قدرت اکسیداسیون ریشه شلتوک را افزایش دهد ، در نتیجه باعث کاهش انتشار متان می شود. هدف از این تحقیق ارزیابی کاهش انتشار متان از مزارع شالیکاری با استفاده از سیلیس از پوسته برنج بود. این تحقیق از آزمایشی با طرح بلوک تصادفی مبتنی بر هشت تیمار با سه تکرار استفاده کرد. دوز بیو سیلیس برابر با 200 کیلوگرم در هکتار 1 ماده خوراکی تقویت کننده به شکل خاکستر ، بیوکره و کمپوست بود. تجزیه و تحلیل متان در 1 ، 5 ، 8 ، 12 و 15 هفته پس از کاشت انجام شد. متان توسط GC با FID تجزیه و تحلیل شد. نتایج نشان داد که خاکستر تولید شده از پوسته برنج بهترین منبع بیوسیلیس در خاک شالیزار است که می تواند انتشار متان را 75/80 درصد کاهش دهد. ترکیب خاکستر ، بیوشار و کمپوست (1: 1: 1) می تواند رشد شالیزار و تولید شلتوک را افزایش دهد و انتشار متان را به طور موثر کاهش دهد. با افزودن سیلیس به خاک از طریق مکانیسم سیلیس محلول ، میزان انتشار متان کاهش یافت. سیلیس محلول باعث افزایش pH و قدرت اکسیداسیون ریشه شلتوک می شود.
کلمات کلیدی: مزرعه شالیکاری؛ پوسته ، بیو سیلیس ، انتشار ؛ متان
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
پاسخ های عمومی گیاه ریحان( Ocimum basilicum L)بهتنش سرب:جوانه زنی، مورفو فیزیولوژیک و بیو شیمی
 محسن پورسعید ¹ و پروفسور علیرضا ایرانبخش¹*  مصطفی عبادی ²و محمد حسین فتوکیان³
1.دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات تهران، گروه زیست شناسی
2.گروه زیست شناسی ، دانشگاه ازاد اسلامی ، واحد دامغان، دامغان ، ایران
3. دانشکده کشاورزی ، دانشگاه  شاهد، تهران ، ایران
 
^.* عهده دارمکاتبات : [e-mail]
 
چکیده فارسی

تأثیر منفی خاک آلوده به فلزات سنگین بر سلامت گیاهان و انسان ها یک نگرانی مهم جهانی است. برای ارزیابی تأثیر تنش سرب بر جوانه زنی، رشد، فیزیولوژی و بیوشیمی گیاه ریحان (Ocimum basilicum L.)، یک آزمایش بر اساس طرح کاملاً تصادفی (CRD) با سه تکرار در گروه علوم باغبانی، دانشگاه شاهد تهران، در سال ۲۰۱۸ آنجام شد. خاک آلوده به سرب بر شاخص های جوانه زنی (درصد و سرعت)، پارامترهای رشد و مورفولوژیکی (طول ساقه و ریشه و وزن خشک) و پارامترهای فیزیولوژیک (شاخص سطح برگ، رنگدانه های فتوسنتزی و تعداد غدد ترشحی برگ) تاثیر منفی گذاشت. تنش سرب (۱۵۰ میکرومولار) منجر به کاهش میانگین درصد جوانه زنی (۴۳.۳۳ درصد) ، سرعت جوانه زنی (۶۲.۹۶ درصد)، وزن خشک ساقه و ریشه (به ترتیب ۶۰.۲۲ و ۷۷.۴۳ درصد)، شاخص سطح برگ (۶۴.۶۸ درصد)، محتوای کلروفیل کل (۷۳.۱۰ درصد) و تعداد غدد ترشحی برگ (۳۳.۳ درصد) در مقایسه با تیمار شاهد (بدون سرب) گردید، در حالی که افزایش فعالیت پراکسیداز (۶۲.۳ درصد)، محتوای پرولین (۷۰.۱۴ درصد) و محتوای سرب ریشه و اندام هوایی ( به ترتیب ۹۲.۱۰ و ۹۷.۶ درصد) مشاهده گردید. دو ترکیب روغن، لینالول(Linalool) و استراگل (Estragole) متیل چاویکول (Methy chavicol)، بیش از ۵۰ درصد ترکیب روغن ضروری گیاه را شامل می شود. از طرف دیگر، تنش سرب منجر به تغییر در محتوای ترکیبات اسانس شد. به طور کلی، به نظر می رسد سطح پایین سرب (۲۵ میکرومولار) افزایش ترکیبات روغن را نشان می دهد. در نتیجه، کشت گیاه ریحان در خاک آلوده به سرب می تواند اثرات نامطلوبی بر شاخص های جوانه زنی، رشد و صفات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی ایجاد نماید، اما ممکن است تحت تاثیر سطوح پایین (۲۵ میکرومولار) بر ترکیبات روغن های ضروری تأثیر مثبت داشته باشد.
 
کلمات کلیدی:  روغن ضروری، لینالول(Linalool) و متیل چاویکول (Methy chavicol) ، رنگدانه های فتوسنتزی، محتوای پرولین.
 
 
 
 
تأثیر مشتقات اکسین بر الگوی مورفولوژیک و ایزوآنزیم آنتی اکسیدان آنزیمی پراکسیداز قلمه های ساقه گیاه مانگرو چشم کور)  (Excoecaria agallocha L.
رامامورتی سوماسوندارام ، روزلین جباپریا و ریاز احمد میر
گروه گیاه شناسی ، دانشگاه آنامالایی ، آنامالای ناگار ، تامیل نادو ، هند
 
* عهده دارمکاتبات : [e-mail]
 
چکیده فارسی
 
در تحقیقات ما ، اثر اکسین بر ریشه زایی و رفتار جوانه زدن قلمه ساقه Excoecaria agallocha بررسی شده است. در ابتدا قلمه های ساقه پیش تیمار شدند تا محتوای فنل موجود در قلمه را از بین ببرند و سپس ساقه ها تحت درمان هورمونی با مشتقات اکسین ها به عنوان IBA 2000 ppm ، IPA 2000 ppm ، NAA 2000 ppm و IBA + NAA ترکیبی 2000 ppm قرار گرفتند. طول ریشه و تعداد آنها ، درصد ریشه زایی و جوانه زنی ، تعداد برگ در هر قلمه ، سطح برگ و رنگدانه های فتوسنتزی در روزهای 40 ، 50 و 60 پس از کاشت (DAP) مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. همچنین الگوی ایزوآنزیم پراکسیداز ریشه و برگ مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. در میان درمان های اکسین ، IBA 2000ppm رفتار ریشه زایی و جوانه زنی را به دنبال IPA ، IBA + NAA و NAA از Excoecaria agallocha بسیار افزایش داد. تجزیه و تحلیل ایزوآنزیم برای پراکسیداز به وضوح نشان داد که پراکسیداز (POX) بسیار از هر دو فرایند شروع ریشه و کشیدگی در Excoecaria agallochaپشتیبانی می کند.
 
کلمات کلیدی: Excoecaria agallocha ؛  مانگرو ، برش ساقه ،  ایزوآنزیم های اکسین ، پراکسیداز
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
پاسخ های فیزیوشیمیایی لوبیا تپاری تحت تغییرات در شرایط رشد
 
 تبسم قدیمیان، حمید مدنی*، نورعلی ساجدی، مسعود گماریان و سعید چاوشی
گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه آزاد اسلامی واحد اراک، اراک، ایران
 
* عهده دارمکاتبات : [e-mail]
 
چکیده فارسی
 
گیاهان ویژگی های فیزیوشیمیایی را برای حفظ رشد پایدار تحت روش های مختلف مانند مدیریت تاریخ کاشت و الگوی کاشت تنظیم می­کنند. آزمایش حاضر با هدف بررسی نقش مهم تاریخ کاشت و الگوی کاشت (آرایش ردیف) بر روی ویژگی های فیزیوشیمیایی لوبیا تپاری (acutifoliusPhaseolus) بر پایه طرح اسپلیت اسپلیت پلات با سه تکرار طی سال های 2017 و 2018 انجام شد. پلات اصلی شامل دو  سطح الگوی کاشت (یک ردیف و دو ردیف) و پلات فرعی شامل سه سطح تاریخ کاشت بود (کاشت زودرس، متوسط ​​و دیرهنگام به ترتیب 23 خرداد، 8 تیر و23 تیر) در نظر گرفته شد. نتایج نشان داد که افرایش میزان کلروفیل و کاروتنوئید تحت کاشت دو ردیفه و تاریخ کاشت متوسط ​​مشاهده شده است. اگرچه محتوای کلروفیل در کاشت دو ردیفه بهبود یافت، کاروتنوئید هیچ پاسخی به الگوی کاشت نشان نداد. محتوای نسبی بیشتر آب (RWC) در گیاهان کشت شده در تاریخ 8 تیر مشاهده شد، اما افزایش تجمع پرولین در کاشت دیر هنگام گزارش شد. کمترین تجمع کاتالاز و سوپراکسید دیسموتاز به ترتیب با 19 و 3/9 (Umg^-1) در گیاهان تحت کاشت دو ردیفه و تاریخ کاشت متوسط ​​به دست آمد. رنگدانه های فتوسنتز همبستگی مثبت و معنی دار  با محتوای رطوبت نسبی آب و  با پرولین، کاتالازو سوپر اکسید دیسموتاز ارتباط منفی دارند. تاریخ کاشت و الگوی کاشت بر خصوصیات فیزیوشیمیایی تأثیر گذاشته است. بنابراین برای مشاهده وضعیت مطلوب لوبیا تپاری تحت مدیریت تاریخ کاشت و الگوی کاشت در مناطق خشک و نیمه خشک در نظر گرفتن ویژگی های فیزیوشیمیایی توصیه می شود.
 
 
کلمات کلیدی: لوبیا تپاری، رنگدانه های فتوسنتتزی، پرولین، کاتالاز، سوپر اکسید دیسموتاز    
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
اثر کود ورمی­کمپوست بر روی آنزیم های آنتی­اکسیدان و محتوای کلروفیل در گل گاوزبان
(Borago officinalis)تحت تنش شوری
فرشاد سرخی*
گروه زراعت و اصلاح نباتات، واحد میاندوآب، دانشگاه آزاد اسلامی، میاندوآب، ایران
عهده­دار مکاتبات*: [e-mail]
چکیده فارسی
به منظور بررسی اثر ورمی کمپوست بر آنزیم­های آنتی­اکسیدان و میزان کلروفیل در گل گاوزبان (Borago officinalis) تحت تنش شوری، تحقیقی بصورت آزمایشات فاکتوریل بر اساس طرح پایه کاملا تصادفی در سه تکرار انجام شد. تیمارها شامل سطوح کود ورمی­کمپوست (صفر ، 6 ، 12 و 18 درصد وزنی به وزن خاک) و چهار سطح شوری (صفر (شاهد) ، 4 ، 8 و 12 دسی زیمنس بر متر NaCl) بودند. با افزایش شوری، فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدانی (کاتالاز ، سوپراکسید دیسموتاز ، آسکوربات پراکسیداز ، گلوتاتیون پراکسیداز و مالون­دی­آلدئید) به طور معنی­داری افزیش یافت درحالیکه رنگدانه­های فتوسنتزی کاهش یافتند. استفاده از ورمی­کمپوست باعث افزایش معنی­دار کلروفیل b، کاروتنوئیدها و مالون­دی­آلدئید شد. حداکثر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در تیمار ورمی­کمپوست (18%)  و در سطح شوری 12 دسی­زیمنس بر متر بدست آمد و بیشترین مقدار کلروفیل a و کلروفیل کل در تیمار 18٪ ورمی­کمپوست و عدم تنش شوری (شاهد) حاصل شد. بنابراین، استفاده از ورمی­کمپوست به عنوان یک کود آلی، علاوه بر افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و میزان رنگدانه­های فتوسنتزی می تواند یک استراتژی خوب برای کاهش اثرات منفی غلظت بالای یون­های سدیم و کلر در خاک بر گل گاوزبان (Borago officinalis) باشد.
 
کلمات کلیدی: آسکوربات پراکسیداز، شوری، کاتالاز، کلروفیل، کود
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
نقش پتاسیم و آسکوربیک اسید بر برخی پاسخ­های رشدی و فیزیولوژیکی گیاه پروانش (Catharanthus roseus)
ندا سهی  و اکبر مستأجران
گروه زیست شناسی گیاهی و جانوری، دانشکده علوم و فناوری­های زیستی، دانشگاه اصفهان، اصفهان، ایران
 
* عهده دارمکاتبات : [e-mail]
 
 
چکیده فارسی
 
غلظت­ها (5/1، 16/3، 15 و 30 میلی­مولار) و فرم­های مختلف (سولفات پتاسیم و نیترات پتاسیم) پتاسیم در محلول هوگلند مورد استفاده قرار گرفت. آسکوربیک اسید در غلظت­های 750 و 1500 میلی­گرم بر لیتر دو مرتبه برروی گیاهچه­ها اسپری شد (در 68 و 78 روزگی). وزن تر و خشک، ارتفاع گیاه، مقادیر رنگیزه­های فتوسنتزی، سدیم و پتاسیم در انتهای فصل رویشی گیاه اندازه­گیری شد. همچنین مقدار اسیدهای آمینه آزاد کل بوسیله تکنیک HPLC اندازه­گیری شد. افزایش پتاسیم مقدار کل وزن تر (62 درصد)، وزن خشک (54 درصد)، سطح برگ (31 درصد)، ارتفاع ساقه و ریشه (به ترتیب 49 و 15 درصد)، مقدار کل کلروفیل (44 درصد) و نسبت پتاسیم به سدیم (100 درصد) را افزایش داد درحالی که منجر به کاهش مقدار اسیدهای آمینه آزاد کل (دو برابر) و مقدار سدیم (28 درصد) شد. آسکوربیک اسید الگوی تقریبا مشابهی با پتاسیم در فاکتورهای ذکر شده نشان داد اما بر ارتفاع ریشه و مقادیر سدیم و پتاسیم کل اثری نداشت. برهم­کنش مثبتی بین پتاسیم و آسکوربیک اسید بر وزن و ارتفاع گیاه، سطح برگ، رنگیزه­های فتوسنتزی و نسبت پتاسیم به سدیم وجود داشت. با توجه به اثر مثبت پتاسیم و آسکوربیک اسید بر روی فاکتورهای رشدی همراه با تغییرات مشابه در رنگیزه­های فتوسنتزی و نسبت پتاسیم به سدیم با کاهش آمینواسیدهای آزاد کل، می­توان پیشنهاد کرد که هر دو تیمار رشد گیاه را در طی پایداری شرایط گیاه، افزایش مقدار فتوسنتز، تولید بیشتر پروتئین و متابولیت­های  دیگر در گیاه پروانش بهبود می­بخشند. نظر به اهمیت ترکیبات شیمیایی در گیاه پروانش، هر گونه افزایش در فاکتورهای رشدی منجربه افزایش در محصول گیاه می­تواند بسیار ارزشمند باشد.  
 
کلمات کلیدی: پروانش (Catharanthus roseus)، فاکتورهای فیزیولوژیکی، سولفات پتاسیم (K₂SO₄)، نیترات پتاسیم (KNO₃)، آسکوربیک اسید
 
 
 
 
           شرایط نگهداری ، بر ترکیبات شیمیایی اسانس گیاه نعناع دشتیL.    Mentha spicata تأثیر می گذارد
جهانگیرفرحبخش¹ ، شراره نجفیان^2* ، مهدی حسینی فرحی ¹و  صدیقه قلی پور³
 
                                                                                                   
1. گروه علوم باغبانی،  واحد یاسوج ، دانشگاه آزاد اسلامی یاسوج  ایران.
2. دانشگاه پیام نور ، تهران، گروه کشاورزی.
3.  گروه شیمی،  واحد یاسوج ، دانشگاه آزاد اسلامی یاسوج  ایران.
 
* عهده دارمکاتبات : : [e-mail]
 
 
چکیده فارسی
 
گیاه نعناع دشتی  به طور گسترده ای در طب سنتی و داروهای بومی  مورد استفاده قرار می گیرد. گیاهان تازه ، خشک و اسانس آنها به طور گسترده ای در صنایع غذایی ، آرایشی ، شیرینی سازی ، آدامس ، خمیردندان و صنایع دارویی مورد استفاده قرار می گیرد. در این تحقیق اسانس نمونه های خشک شده،  با استفاده از تقطیر با آب به دست آمد و با استفاده از کروماتوگرافی گازی (GC) و کروماتوگرافی گازی / طیف سنجی جرمی (GC / MS) مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. تغییرات در ترکیبات اسانس در مدت زمان ذخیره سازی به مدت 3 ماه در یخچال (دمای 4 درجه سانتیگراد )،  فریزر (دمای20- درجه سانتیگراد ) و در دمای اتاق (25 درجه سانتیگراد) بررسی شد. نتایج نشان داد که در دمای اتاق، نسبت ترکیبات با دمای جوش پایین تر، از قبیل 1و8 سینئول(34/3-78/3)، لیمون(61/6-33/7) ، ژرماکرین دی (90/1-26/6) به طور قابل ملاحظه ای کاهش یافته است. علاوه بر این، ترکیبات اسانس نعناع دشتی، کمترین تغییرات را در زمان نگهداری در دمای پایین نشان داد و کیفیت اولیه خود را در زمان نگهداری در دمای پایین، خصوصاً در فریزر ، حفظ کرد و  ترکیب دارویی "کارون" در همه تیمارها به طور قابل توجهی افزایش یافته است.
 
 
کلمات کلیدی : ترکیبات صنعتی، لیمونن، نعناع دشتی، دما.
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
اثرات سیلیکون بر گلیسین بتائین، فیتوکلاتین و آنزیم های آنتی اکسیدان شیرین بیان (Glycyrrhiza glabra L.)  تحت تنش آلومینیوم
 
مجتبی یزدانی¹  ، شکوفه انتشاری ^{2 *} ، سارا سعادتمند¹  ، سعید حبیب اللهی ³
 
1.گروه زیست شناسی ، واحد علوم و تحقیقات ، دانشگاه آزاد اسلامی ، تهران ، ایران
2. گروه زیست شناسی ، دانشگاه پیام نور ، صندوق پستی 3697-19395 ، ایران
3. گروه شیمی ، دانشگاه پیام نور ، صندوق پستی 3697-19395 ، ایران
 
 
* عهده دارمکاتبات : [e-mail]
 
 
چکیده فارسی
شیرین بیان (Glycyrrhiza glabra L.) گیاهی ارزشمند برای درمان برخی بیماریهاست. اثرات منفی تنش آلومینیوم بر گیاهان گزارش شده است و سیلیکون می تواند از طریق تحریک سیستم آنتی اکسیدانی این اثرات منفی را کاهش دهد. این پژوهش به منظور بررسی اثرات سیلیکون بر گلیسین بتائین، فیتوکلاتین و پارامترهای آنتی اکسیدانی در گیاه شیرین بیان تحت تنش آلومینیوم انجام شد. گیاهان با سیلیکون (0 ، 5/0 و 5/1 میلی مولار) تحت تیمار قرار گرفتند و سپس تنش آلومینیوم (100، 250 و 400 میکرومولار)  بر آنها اعمال شد. محتوای گلیسین بتائین در ریشه و بخش هوایی بررسی شد. همچنین فعالیت های مهار رادیکال: گایاکول پراکسیداز (GPx) ، پراکسیداز (POX) ، سوپراکسید دیسموتاز (SOD)، فنیل آلانین آمونیا لیاز (PAL)، 2،2-دی فنیل-1-پیکریل هیدرازیل (DPPH) و نیز مقدار پراکسید هیدروژن (H2O2)و فیتوکلاتین ریشه پس از تیمار با آلومینیوم مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد که استرس آلومینیوم باعث افزایش محتوای گلیسین بتائین و فیتوکلاتین ریشه، فعالیت GPx ، POX ، SOD ، PAL ، DPPH  و نیز محتوای H2O2 می شود (p≤0.05). استفاده از سیلیکون نیز باعث افزایش مقدار گلیسین بتائین و فعالیت GPx ، POX ، PAL ، و میزان فیتوکلاتین ریشه گردید در حالی که باعث کاهش محتوای H2O2 و  SOD شد (p≤0.05). بر اساس نتایج حاصل، استفاده از سیلیکون برای محافظت از شیرین بیان در برابر تنش آلومینیوم توصیه می شود.
 
کلمات کلیدی:  استرس آلومینیوم، آنزیم آنتی اکسیدان، شیرین بیان، فیتوکلاتین، گلیسین بتائین

کلیدواژه‌ها

Persian keywords

مراجع

 

Abe, N., T. Murata and A. Hirota, 1998. 'Novel 1,1-diphenyl-2-picryhy- drazylradical scavengers, bisorbicillin and demethyltrichodimerol, from a fungus'. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry. 62: 61-662.

Ahanger, M.A., N.A. Akram, M. Ashraf, M.N. Alyemeni, L. Wijaya and P. Ahmad, 2017. 'Plant responses to environmental stresses, from gene to biotechnology'. AoB PLANTS.   9(4), plx025, https://doi.org/10.1093/aobpla

Ahmadi, N., H. Hassanpour, M. Hekmati, and M. Ghanbarzadeh, 2020. 'Effect of SiO₂ nanoparticles on phytochemical and anatomical alterations in Anthemis gilanica'. Iranian Journal of Plant Physiology 10 (3): 3223-3231.

Ali S., Z. Abbas, M.F. Seleiman, M. Rizwan, B. Ahmed Alhammad, A. Shami, M. Hasanuzzaman and D. Kalderis, 2020. 'Glycine betaine accumulation, significance and interests for heavy metal tolerance in plants'. Plants, 9 (7): 896. doi: 10.3390/plants9070896.

Amara H., M. Lelu-Walter, V. Gloaguen and C. Faugeron-Girard, 2020. 'Tolerance of douglas fir somatic plantlets to aluminum stress: biological, cytological, and mineral studies'. Plants, 9 9(4): 536.  https://dx.doi.org/10.3390/plants9040536.

Bari M.A., S.A. Prity, U. Das, M.S. Akther, S.A. Sajib, M.A. Reza and A.H. Kabir, 2020. 'Silicon induces phytochelatin and ROS scavengers facilitating cadmium detoxification in rice'. Plant Biology. 22: 472–479.

Behdad A., S. Mohsenzadeh, M. Azizi and N. Moshtaghi, 2020. 'Salinity effects on physiological and phytochemical characteristics and gene expression of two Glycyrrhiza glabra L. populations'. Phytochemistry. 171:112236 https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2019.112236

Bhat, J.A., S.M. Shivaraj, P. Singh, D.B. Navadagi, D.K. Tripathi, P.K. Dash, A.U. Solanke, H. Sonah and R. Deshmukh, 2019. 'Role of Silicon in Mitigation of Heavy Metal Stresses in Crop Plants'. Plants (Basel). 8(3): 71. https://dx.doi.org/10.3390/plants8030071.

Bojórquez-Quintal, E., C. Escalante-Magaña, I. Echevarría-Machado and M. Martínez-Estévez, 2017. 'Aluminum, a friend or foe of higher plants in acid soils'. Front. Plant Sci. 8: 1767. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.01767.

Caretto S., V. Linsalata, G. Colella, G. Mita and V. Lattanzio, 2015. 'Carbon fluxes between primary metabolism and phenolic pathway in plant tissues under stress'. Int. J. Mol. Sci.16: 26378–26394.

Chalmardi, Z.K., A. Abdolzadeh and H.R. Sadeghipour, 2013. 'Silicon nutrition potentiates the antioxidant metabolism of rice plants under iron toxicityl. Acta Physiol. Plant. 36: 493–502.

Chance, B. and A.C. Maehly, 1995. 'An assay of catalase and peroxidase'. In: Method in Enzymology, Colowick, S. P., N.D. Kapland, (eds), Academic Press, New York, pp. 764–791.

De Vos C.H., M.J. Vonk, R. Vooijs and H. Schat, 1992. 'Glutathione deplation due to copper inducedphytochelatin synthesis causes oxidative stress in Silene cucubalus. Plant Physiol. 98: 853-858.

Delavar,K., F. Ghanati, H. Zare-Maivan and M. Behmanesh, 2016. 'The effect of the silicon and aluminum interaction on the physiological parameters of maize'. Iranian Journal of Plant Physiology. 6(4):1785-1794.

Delhaize, E., J.F. Ma and P.R. Ryan, 2012. 'Transcriptional regulation of aluminum tolerance genes'. Trend Plant Sci. 17: 341–348.

Dubey, A.K., 2014. 'The role of silicon in suppressing paddy diseases'. Asian journal of
multidiplinary studies. 2(10):172-176.

Elisa, A.A., S. Ninomiya, J. Shamshuddin and I. Roslan, 2016. 'Alleviating aluminum toxicityin an acid sulfate soil from Peninsular Malaysia by calcium silicate application. Solid Earth. 7: 367–374.

Emamverdian A, Y. Ding, Y. Xie and S. Sangari, 2018. 'Silicon mechanisms to ameliorate heavy metal stress in plants'. BioMed Research International. Article ID 8492898, https://doi.org/10.1155/2018/8492898.

Enteshari, S. ,R. Alishavandi and K. Delavar. 2011. 'Interactive effects of silicon and NaCl on the some physiologicaland biochemical parameters in Borago officinalis L'. Iranian Journal of Plant Physiology,2(1): 315‐320.

Esmaeili H., A. Karami, J. Hadian, M.J. Saharkhiz and S.N. Ebrahimi, 2019. 'Variation in the phytochemical contents and antioxidant activity of Glycyrrhiza glabra populations collected in Iran'. Ind. Crop Prod. 137: 248–259.

Farag M.A., A. Porzel and L.A. Wessjohann, 2012. 'Comparative metabolite profiling and fingerprinting of medicinal licorice roots using a multiplex approach of GC–MS, LC–MS and 1D NMR techniques'. Phytochemistry. 76:60–72.

Fryzova, R., M. Pohanka, P. Martinkova, H. Cihlarova, M. Brtnicky and J. Hladky, 2017. 'Oxidative Stress and Heavy Metals in Plants' in: Reviews of Environmental Contamination and Toxicology, Vol. 2454, G. W. Ware (ed). (New York: Springer International Publishing), 129- 156. https://doi. org/10.1007/ 398_2017_ 7.

Gagoonani, S., S. Enteshari, K. Delavar and M. Behyar. 2011. 'Interactive effects of silicon and aluminum on the malondialdehyde (MDA), proline, protein and phenolic compounds in Borago officinalis L'. J. Med. Plants Res.,5: 5818–5827.

Gallo-Franco J.J., C.C. Sosa, T. Ghneim-Herrera and M. Quimbaya, 2020. 'Epigenetic control of plant response to heavy metal stress: A new view on aluminum tolerance'. Front. Plant Sci. 11: 602-625 . 

Ghori N.H., T. Ghori, M.Q. Hayat, S.R. Imadi, A. Gul, V. Altay and M. Ozturk, 2019. 'Heavy metal stress and responses in plants. International Journal of Environmental Science and Technology. 16(3): 1807-1828.

Giannopolitis, C.N. and S.K. Ries, 1977. 'Superoxid dismutase: I. occurrence in higher plants. Plant Physiology 59: 309-314.

Goldson A, M. Lam, C.H. Scaman, S. Clemens, and A.Kermode, 2008. 'Screening of phenylalanine ammonialyase in plant tissues, and retention of activity during dehydration'. Journal of the Science of Food and Agriculture. 88:619–625.

Greive, C.M. and S.R. Grattan, 1983. 'Rapid assay for determination of water-soluble quaternary amino compounds'. Plant Soil 70: 303-307.

Gülmez, Ö, D.Tiryaki, Ö. Faruk Algur, M. Şengül Köseoğlu, and E. Gezgincioğlu, 2020. 'Reduction of phytotoxic effect of cadmium heavy metal by biomass of edible fungus, Armillaria tabescens'. Iranian Journal of Plant Physiology.10(3): 3265-3272.

Gupta M., N. Karmakar, S. Sasmal, S. Chowdhury and S. Biswas, 2016. 'Free radical scavenging activity of aqueous and alcoholic extracts of Glycyrrhiza glabra L. measured by ferric reducing antioxidant power (FRAP), ABTS bleaching assay (αTEAC), DPPH assay and peroxyl radical antioxidant assay'. Int. J. Pharm. Toxicol. 4:.235–240.

Hasanuzzaman, M., K. Nahar, M.M. Rohman, T.I. Anee, Y. Huang and M. Fujita,2018. 'Exogenous Silicon Protects Brassica napus Plants from Salinity-Induced Oxidative Stress Through the Modulation of AsA-GSH Pathway, Thiol-Dependent Antioxidant Enzymes and Glyoxalase Systems'. Gesunde Pflanz. 70: 185–194.

Hodson, M.J. and D.E. Evans, 2020. 'Aluminum–silicon interactions in higher plants: an update'. Journal of Experimental Botany. 71(21): 6719-6729

Hosseinzadeh H. and M. Nassiri-Asl, 2015. 'Pharmacological effects of Glycyrrhiza spp. and its bioactive constituents: update and review'. Phytother. Res. 29:.1868–1886.

Imadi, S.R.,S. Waseem, A.G. Kazi, M.M. Azooz and P. Ahmad, 2016. 'Aluminum toxicity in plants: An overview. In: Plant Metal Interaction; Ahmad, P., (Ed.), Elsevier: Amsterdam, The Netherlands, pp. 1–20.

Imtiaz, M., M.S. Rizwan, M.A. Mushtaq, M. Ashraf, S.M. Shahzad, B. Yousaf, D.A. Saeed, M. Rizwan, M.A. Nawaz, and S. Mehmood, 2016. 'Silicon occurrence, uptake, transport and mechanisms of heavy metals, minerals and salinity enhanced tolerance in plants with future prospects: A review'. J. Environ. Manage. 183: 521–529.

Jang, S.W., Y. Kim, A.L. Khan, C.I. Na and I.J. Lee, 2018. 'Exogenous short-term silicon application regulates macro-nutrients, endogenous phytohormones, and protein expression in Oryza sativa L'. BMC Plant Biol. 18: 4. https://doi.org/10.1186/s12870-017-1216-y.

Jitender G., 2011. 'Glycinebetaine and abiotic stress tolerance in plants'. Plant Signaling & Behavior. 6(11): 1746-1751.

Khan, E. and M. Gupta, 2018. 'Arsenic-silicon priming of rice (Oryza sativa L.) seeds influence mineral nutrient uptakeand biochemical responses through modulation of Lsi-1, Lsi-2, Lsi-6 and nutrient transporter genes'. Sci. Rep. 8, 10301. https://doi.org/10.1038/s41598-018-28712-3.

Kopittke, P.M., A. Gianoncelli, G. Kourousias,  K. Green and B.A. McKenna, 2017. 'Alleviation of Al toxicity by Si is Associated with the formation of Al–Si complexes in root tissues of sorghum'. Frontiers in Plant Science. 8. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.02189.

Ma J.F., N. Yamaji and N. Mitani-Ueno, 2011. 'Transport of silicon from roots to panicles in plants (Review)'. Proc. Jpn. Acad., Ser. B Phys Biol Sci. 87(7): 377-85.

Morkunas, I., A. Wo´zniak, V. Mai, R. Ruci´nska-Sobkowiak and P. Jeandet, 2018. 'The role of heavy metals in plant response tobiotic stress'. Molecules, 23, 2320. https://doi.org/10.3390/molecules23092320.

Muneer, S., Y.G. Park, S. Kim and B.R. Jeong, 2017. 'Foliar or subirrigation silicon supply mitigates high temperature stress in strawberry by maintaining photosynthetic and stress-responsive proteins'. J. Plant Growth Regul. 36: 836–845.

Nakashima, K., H. Takasaki, J. Mizoi, K. Shinozaki and K. Yamaguchi-Shinozaki, 2012. 'NAC transcription factors in plant abiotic stress responses'. BBA-Gene Regul. Mech. 1819, 97–103.

Nasrollahi, V., A. Mirzaie-asl, L. Khodaei,and S. Jamalian, 2016. 'The effect of drought stress on the activity of antioxidant enzymes of Glycyrrhiza glabra'. J. Funct. Environ. Bot. 6:16–23.

Qian, L., B. Chen and M. Chen, 2016. 'Novel alleviation mechanisms of aluminum phytotoxicity via released biosilicon from rice straw-derived biochars'. Scientific Reports. 6:29346. https://doi.org/10.1038/srep29346.

Oloumi H. and N. Hassibi, 2011. 'Study the correlation between some climate parameters and the content of phenolic compounds in roots of Glycyrrhiza glabra'. J. Med. Plants Res. 5: 6011–6016.

Pirzadah, T. B., B. Malik, S. T. Salam, P. Ahmad Dar and S. Rashid, 2019. 'Impact of heavy metal stress on plants and the role of various defense elements'. Iranian Journal of Plant Physiology. 9(4): 2883-2900.

Rahman A., S. Lee, H.C. Ji, A.H. Kabir, C.S. Jones and K. Lee, 2018. 'Importance of mineral nutrition for mitigating aluminum toxicity in plants on acidic soils: current status and opportunities'. Int. J. Mol. Sci. 19, 3073.https://dx.doi.org/10.3390/ijms19103073.

Rasheed, R., M. Iqbal, M.A. Ashraf, I. Hussain, F. Shafiq, A. Yousaf and A. Zaheer, 2017. 'Glycine betaine counteracts the inhibitory effects of waterlogging on growth, photosynthetic pigments, oxidative defence system, nutrient composition, and fruit quality in tomato'. J. Hortic. Sci. Biotechnol.  93: 385–91.

Rezaei S., T. Nejad Sattari, M. Assadi, R.A. Khavari Nejad,  and I. Mehregan, 2017. 'Study of glycyrrhizic acid contents from Glycyrrhiza glabra populations in Iran and their relation with environmental factors. Biodiversitas 18: 212–220.

Robatjazi R., R. Roshandel and  S. Hooshmand Benefits of silicon nutrition on growth, physiological and phytochemical attributes of basil upon salinity stress'. International Journal of Horticultural Science and Technology. 7:37-50.

Saad-Allah, K.M. and I.M. Abdelsalam. 2020. 'Abiotic stress triggers mitochondrial defense system: A comprehensive review'. Iranian Journal of Plant Physiology10(3): 3195-3212.

Sadat Hosseini M., D. Samsampour, M. Ebrahimi, J. Abadia and M. Khanahmadi, 2018. 'Effect of drought stress on growth parameters, osmolyte contents, antioxidant enzymes and glycyrrhizin synthesis in licorice (Glycyrrhiza glabra L.) grown in the field'. Phytochemistry. 156: 124–134.

Sadat Hosseini M., D. Samsampour, M. Ebrahimi, J. Abadia, A. Sobhani Najafabadi, E. Igartua and M. Khanahmadi, 2020. 'Evaluation of glycyrrhizin contents in licorice (Glycyrrhiza glabra L.) under drought and soil salinity conditions using nutrient concentrations and biochemical traits as biomarkers'. Acta Physiologiae Plantarum. 42: 103. https://doi.org/10.1007/s11738-020-03090-4

Sagisaka, S., 1976. 'The occurrence of peroxide in a perennial plant, Populus gelrica'. Plant Physiol. 57: 308–309.

Shetty R., C.S. Nair Vidya, N.B. Prakash, A. Lux and M. Vaculík, 2020.  'Aluminum toxicity in plants and its possible mitigation in acid soils by biochar: A review', Science of the Total Environment. 765, 142744.  https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.142744.

Singh, D., and S.K. Chauhan, 2011. 'Organic acids of crop plants in aluminum
detoxification'. Curr. Sci. 100: 1109–1515.

Smirnov, O.E., A.M. Kosyan, O.I. Kosyk and N.Y. Taran, 2015. 'Response of phenolic metabolism induced by aluminum toxicity in Fagopyrum esculentum Moench. Plants. Ukr. Biochem. J. 87: 129–135.

Yan G., X. Fan, M. Peng, C. Yin, Z. Xiao and Y. Liang, 2020. 'Silicon Improves Rice Salinity Resistance by Alleviating Ionic Toxicity and Osmotic Constraint in an Organ-Specific Pattern. Front Plant Sci. 11:260.  https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00260.

Yang, L. T., Y.P. Qi, H.X. Jiang and L.S. Chen, 2013. 'Roles of organic acid anion secretation in aluminum tolerance of higher plants'. BioMed. Res. Int.,173682. doi: 10.1155/2013/173682

Yildirima, E., M. Ekincia, M. Turanb, A. Dursuna, R. Kula and F. Parlakova, 2015. 'Roles of glycine betaine in mitigating deleterious effect of salt stress on lettuce (Lactuca sativa L.)'. Arch. Agron. Soil Sci., 61: 1673–1689

Zamani, G.R., J. Shaabani,  and A. Izanloo, 2017. 'Silicon effects on the growth and yield of chickpea under salinity stress. International Journal of Agriculture and Biology, 19 (6): 1475-1482.

Zhang Y., Y. Liang, X. Zhao, X. Jin, L. Hou, Y. Shi, and G. Ahammed, 2019.  'Silicon compensates phosphorus deficit-induced growth inhibition by improving photosynthetic capacity, antioxidant potential, and nutrient homeostasis in tomato. Agronomy. 9,733. https://doi.org/10.3390/agronomy9110733.

Zhang, W., Z. Xie, L. Wang, D. Lang and X. Zhang, 2017. 'Silicon alleviates salt and drought stress of Glycyrrhiza uralensis seedling by altering antioxidant metabolism and osmotic adjustment'. J. Plant Res. 130: 611–624.

Zhu, J. K., 2016. 'Abiotic stress signaling and responses in plants'. Cell 167:313–324.