مقایسه مواد زیست فعال و ساختمان تشریحی شاتره ایرانی (Fumaria vaillantii Loise) و شاتره بی‌کاسبرگ (F. asepala Boiss)

فصلنامه بیولوژی کاربردی

دوره 12، شماره 45، فروردین 1401، صفحه 5-22   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

منیر محسنی¹؛ عذرا عطایی عظیمی^{* 2}؛ بابک دلنواز هاشملویان³

¹دانشجوی دکتری، گروه زیست‌شناسی، دانشکده کشاورزی، واحد ساوه، دانشگاه آزاد اسلامی، ساوه، ایران.

²استاد، گروه زیست‌شناسی، دانشکده کشاورزی، واحد ساوه، دانشگاه آزاد اسلامی، ساوه، ایران

³دانشیار، گروه زیست‌شناسی، دانشکده کشاورزی، واحد ساوه، دانشگاه آزاد اسلامی، ساوه، ایران.

چکیده

هدف: شاتره ایرانی (Fumaria vaillantii) و شاتره بی‌کاسبرگ (F. asepala) دو گیاه علفی یکساله هستند که در اجتماعات گیاهی، جدا یا کنار هم می‌رویند. هدف این پژوهش مقایسه ترکیبات بیوشیمی و ساختمان تشریحی این دو گونه در جهت تعیین نزدیکی خواص دارویی آن‌ها بود.
مواد و روش‌ها: گونه گیاهی مورد مطالعه در اردیبهشت 1398، از بخش مرکزی ساوه جمع‌آوری شدند. برای مقایسه ارزش دارویی برخی از ویژگی‌های دو شاتره شامل مواد مؤثره و ساختمان تشریحی برگ، ساقه، ریشه و میوه با هم مقایسه گردید. میزان لیپید، پروتئین، مواد آلی، قند، فنل، آلکالوئید، انواع کلروفیل، مواد معدنی و فعالیت پراکسیداز با روش‌های کالریمتری، اسپکتروفتومتری و کروماتوگرافی لایه نازک، شناسایی و اندازه‌گیری شدند. ساختمان تشریحی با تهیه برش‌های عرضی، رنگ‌آمیز با آبی متیلن و کارمن زاجی و مطالعه با میکروسکوپ نوری انجام گرفت.
یافته‌ها: اختلاف محتوای لیپید، پروتئین، کلروفیل a و مواد معدنی ساقه، فنل ریشه، آلکالوئید میوه، قند و کلروفیل b، دو گونه معنی‌دار بوده، ولی اختلاف ترکیبات اندام‌های دیگر معنی‌دار نبود. فعالیت پراکسیداز و تعداد ترکیبات فنلی اندام‌های دو گونه اختلاف معنی‌داری داشتند. اسیدهای چرب تقریباً در همه اندام‌ها به جز ساقه شاتره بی‌کاسبرگ مشابه بود. ساختمان تشریحی دو شاتره نیز کاملاً مشابه بود.
نتیجه‌گیری: یافته‌های این پژوهش نشان داد که شاتره ایرانی و بی‌کاسبرگ سرشار از مواد مؤثره و ساختمان تشریحی تقریباً مشابه هستند. این نتیجه نشان‌دهنده یکسان بودن ارزش دارویی آن‌ها است.

کلیدواژه‌ها

 پراکسیداز؛ لیپید؛ آلکالوئید؛ فنل؛ کروماتوگرافی؛ شاتره ایرانی؛ شاتره بی‌کاسبرگ؛ ساوه

مراجع

1. Abrahamsoon, SL, Speiser, DM & Owa A gel electrophoresis assay for photochelations. Anal. Biochem. 1992; 20: 239-243.
2. Arnon AN. Method of extraction in the plants. Agronomy Journal. 1976; 23: 11-15.
3. Bamoniri A, Behpour M & Khayat Kashani M. Quantification of total phenolics and tannins of pomegranate extraction. J Optoel Biomed Mate. 2010; 2(1): 25-31.
4. Bradford MM. A rapid sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye Binding. Biochem. 1976; 72: 248-254.
5. Deng Y, Shao Q & Li C. Differential responses of double petal and multi petal jasmine to shading: II. Morphology, anatomy and physiology. Scientia Horticult. 2012; 144: 19-28.
6. Dixon RA. Plant cell and tissue culture. 1987; Oxford, p. 453.
7. Dreywood R. Qualitative test for carbohydrate material. J Industrial Eng chem. 1946; 18: 499-506.
8. Ebrahimzadeh Araii F, Keshavarzi M, Sheidaii M & Ghadam P. Fruit and seed morphology of the Fumaria species of Iran. J. Bot. 2011; 35: 167-173.
9. Folch J, Lees, M & Hsoane G. A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues. Bio.Chem. 1957; 226: 497-509.
10. Gazizov FY & Glushenkova AI. Phospholipids of the seed Fumaria vaillantii. Chem. Natu.Comp. 1997; 33: 627-629.
11. Habibi Tirtash F, Keshavarzi M & Fazeli F. Antioxidant components of Fumaria species. J.Biomed.Bio.Engin. 2011, 5(2): 57-60.
12. Haji Abass F, Irian S, Amanzadeh A, Heidarnejad F, Gudarzi H & Salimi M. Anti-proliferative activity of Fumaria vaillantii extracts on different cancer cell lines. Pharma. Sci. 2016; 11(2): 152-159.
13. Hu C. Biosynthesis and localization of peanut peroxidase. Physiol. 1989; 135(4): 391-397.
14. Jozwiak GW & Waksmundzka- Hajnos M. Preparative-layer chromatography of an extract of alkaloids from Fumaria officinalis. Acta Chromatographica. 2007; 18: 207-218.
15. Kurepin LV. Phenotype plasticity of sun and shade ecotypes of Stellria longis in response to light quality signaling. Environ. Exp. Bot. 2012; 84: 25-32.
16. Liden M. Notes on Cordalis and Fumaria in Iran. Iranian J. Bot. 2000; 8(2): 303-308.
17. Mehrabian AR, Azizian D, Zarre SH & Podlech D. Petiole Anatomy in Astragalus Sect. Incani (Fabaceae) in Iran. Iranian J. Bot. 2007; 13: 138-145.
18. Mirzabaeva MA, Umarov U & Shukurova MR. The oil of Fumaria vaillantii. Khimiya Prirodnykh Soedinenii.1971; 6: 826-827.
19. Mitsui T & Ikeda S. Nas- benzidine reaction of blood cells. Fol Anat Jap. 1951; 23(4-5): 331-336.
20. Modi K, Amin A & Shah M. A pharmacognostical study on Fumaria parviflora Natural Remedies. 2016; 16: 1-6.
21. Paltinean R, Crisan G, Balica G & Ielciu I. Histo-anatomical research on vegetative organs of five Romanian Fumaria Farmacia. 2015; 63(2): 262-266.
22. Pandy VB, Ray AB & Dasgupta B. Quaternary alkaloids of Fumaria indica, Phytochemistry. 1976; 15(4): 545-546.
23. Ravikanth K, Kanaujia A, Takur D, Shurma A & Gautam B. Nutritional constituents of the plants Fumaria indica and Caesalpinia bonducella. IJAPBC. 2014; 3(3): 698-702.
24. Razavi R & Esmaeilzadeh-Kenary R. Antioxidant evaluation of Fumaria parviflora. Journal of food measurement and characterization 2021; 15: 2448-57.
25. R-Taafar KM & El-Zahaby SA. Niosomes of active Fumaria officinalis Chinese Medicine. 2020; 15: 1-40.
26. Snafi AEA. Constituent and pharmacology of Fumaria officinalis: A review. Journal of Pharmacy. 2020; 10(1): 17-25.
27. Sharma UR, Surendra V, Roopakarki NRR & Tigary P. Heptoprtective activity of Fumaria officianalis against CCl4-induced liver damage inrat. Pharmacologia. 2012; 3(1): 9-14.
28. Si CC, Dai ZC & Lin Y. Local adaptation and phenotypic plasticity both occurred in Wedelia trilobata invasion across a tropical island. Invasions. 2014; 16: 2323-2337.
29. Vrancheva RZ, Ivanov IG, Aneva IY, Dincheva IN, Badjakov IK & Parlov AI. Alkaloid profiles and acetylcholinesterase inhibitory activities of Fumaria species from Bulgaria. Zeitschrift für Naturforschung C. 2016; 71(1-2): 9-14.