مطالعه وضعیت سرمی پروتئین شوک حرارتی 27، آدنوزین دِآمیناز، هموسیستئین و پروفایل‌های لیپیدی در لپتوسپیروز گاوی در استان کردستان

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 7، دوره 9، 2 (34) تابستان، شهریور 1394، صفحه 163-172   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسنده

کاوه عظیم زاده^*

استادیار گروه علوم درمانگاهی، واحد اورمیه، دانشگاه آزاد اسلامی، اورمیه، ایران.

چکیده

   هدف از مطالعه حاضر ارزیابی تغییرات تعدادی از پارامترهای سرمی اعم از آدنوزین دآمیناز (ADA)، پروتئین شوک حرارتی 27 (HSP-27)، هموسیستئین (Hcy) و پروفایل لیپیدی (VLDL، Triglyceride، HDL-C، LDL-C) در لپتوسپیروز گاوی می­باشد. پس از تشخیص لپتوسپیروز حاد در گاو، نمونه خون از ورید وداج 12 گاو مبتلا به لپتوسپیروز و 12 نمونه سالم اخذ شد و پارامترهای فوق الذکر همراه با روی (Zn²⁺) مورد اندازه­گیری قرار گرفتند. نتایج، افزایش معنی­دار (01/0p<) هموسیستئین، HSP-27، TG و VLDL همراه با کاهش قابل توجهHDL-C،ADA ،LDL-C و روی (Zn²⁺) را در گاوان بیمار در مقایسه با گروه سالم نشان دادند. بر اساس نتایج به­دست آمده احتمالاً بتوان از پارامترهای ذکر شده در مدیریت بیماری لپتوسپیروز گاوی استفاده نمود.

کلیدواژه‌ها

لپتوسپیروز گاوی؛ پارامترهای بیوشیمیایی؛ استان کردستان

اصل مقاله

مقدمه

   لپتوسپیروز یکی از شایع­ترین بیماری­های مشترک انسان و دام می­باشد که توسط گونه­های مختلف باکتری لپتوسپیرا (Leptospira spp) ایجاد می­شود. این بیماری پراکندگی جهانی داشته و نقش آن را در ناباروری، مرده­زایی، سقط جنین، تولید کم شیر و مرگ در دام­های اهلی دخیل دانسته و تماس مستقیم یا غیر­مستقیم انسان و دام با مواد آلوده یا دفع­شده از حیوانات بیمار مانند ادرار و ترشحات رحمی را در بروز لپتوسپیروز بسیار مهم می­دانند. (Radostits et al., 1994; Bharti et al., 2003; Erdogan et al., 2008).

   تکثیر و تزاید ارگانیسم در سلول­های اپیتلیال توبولی کلیوی رخ داده و باعث نارسایی کلیوی می­گردد (Bharti et al., 2003; Yang et al., 2001) و ضمناً درگیری کبدی به­صورت آپوپتوز نمایان می­شود (Plank and Dean, 2000).

   لازم به­ذکر است که همولیزین به عنوان یکی از سمومی که از لپتوسپیرا ترشح می­شود، تاثیر قابل توجهی در اریترولیز داخل عروقی و در نتیجه هموگلوبینوری و واسکولیت دارد. مطالعات مختلفی در رابطه با لپتوسپیروز در گاو و گوسفند در ایران انجام شده ­است که اکثراً مربوط به مباحث اپیدمیولوژی و سرولوژی می­باشد. رامین و همکاران در سال 1392 افزایش شیوع لپتوسپیروز گاوی نسبت به نوع گوسفندی آن را در شهرستان ارومیه گزارش نمودند (رامین و همکاران، 1392). همچنین، می­توان به مطالعه حسن­پور و همکاران در سال 1386 که میزان شیوع این بیماری را در گاوداری­های شیری اطراف تبریز مشخص کردند، اشاره نمود (حسن­پور و همکاران، 1386).

   آدنوزین دآمیناز(ADA) در تخریب آدنوزین و دِاکسی­آدنوزین به اینوزین شرکت کرده و به عنوان یکی از آنزیم­های کلیدی در بلوغ و تمایز لنفوسیت­های T و منوسیت­ها مطرح می­باشد (Gopi et al., 2007). ضمناً فعالیت آن در بیماری­هایی که با تحریک سیستم ایمنی همراه است مثل سیروز کبدی، هپاتیت مزمن و سرطان کبدی افزایش می­یابد (Aydin et al., 2010; Atakisi et al., 2006). اگر چه افزایش فعالیت ADA معمولاً در سل گزارش شده­ است، اما افزایش فعالیت آن در بیماری­های دیگر (عفونی و یا غیر­عفونی) مانند تب حصبه، سارکوئیدوز و سرطان خون لنفوبلاستیک حاد گزارش شده­است (Rasoulinejad et al., 2009). لازم به­ذکر است که بین ADA و برخی از بیماری­های مشترک بین انسان و دام ارتباطی وجود دارد (Rasoulinejad et al., 2009; Karaman et al., 2009).

   پروتئین­های شوک حرارتی (HSPs) برای اولین بار در مگس سرکه متعاقب تاثیر موقتی افزایش درجه حرارت بدن بر بافت­های مختلف کشف شد (Arrigo and Laundry, 1994; Tissieres et al., 1974). تعدادی از این پروتئین­ها در پروتئین فولدینگ (چین‌خوردگی پروتئین) شرکت کرده در حالی که سنتز تعداد دیگر از این گروه در پاسخ به شرایط نامطلوب از جمله ایسکمی، هیپوکسی، آندوتوکسمی و مواجهه با گونه­های فعال اکسیژن نیز رخ می­دهد (Mymrikov et al., 2011). پروتئین­های شوک حرارتی از نظر وزن مولکولی به دو گروه سنگین و سبک تقسیم شده که وزن مولکولی نوع سبک در محدوده 43-12 کیلودالتون بوده که از بین آنها HSP27 (با نام جدید HSPB1) از اهمیت زیادی برخوردار ­است (Guay et al., 1997).

   هموسیستئین، به­عنوان یک اسید­آمینه حاوی گوگرد، متعاقب دِمتیلاسیون داخل سلولی متیونین تولید­شده و نقش آن در آسیب سلول­های آندوتلیال در حیوانات آزمایشگاهی و بیماری­های قلبی و عروقی در انسان به اثبات رسیده­است. هیپرهموسیستئینمی در القاء استرس اکسیداتیو شرکت کرده و نقش مهمی در بروز کم­خونی دارد. علاوه­بر­این، هیپرهموسیستئینمی آغازگر آسیب­های اکسیداتیو سلول­های عروقی با مکانیسم­های مختلف اعم از: اتو­اکسیداسیون و تولید بالای ROS در پلاکت می‌باشد (Nazifi et al., 2012; Mc Cully, 1969; Nehler et al., 1997; Tyagi et al., 2005).

   مطالعات زیادی در رابطه با عوارض لپتوسپیروز در کشورهای مختلف انجام شده است، اما تحقیقاتی که نشان­دهنده وضعیت بعضی از پارامترهای بیوشیمیایی خون در لپتوسپیروز گاوی باشد، به آن صورت انجام نشده­است. به­عنوان مثال، می­توان به مطالعه اردوغان و همکارانش در سال 2008 در ارزیابی تعدادی از پارامترهای خونی در لپتوسپیروز گاوی اشاره نمود (Erdogan et al., 2008). در ایران نیز مطالعاتی در مورد لپتوسپیروز در دام­های اهلی از­جمله گاو صورت گرفته است که اکثراً در زمینه­های اپیدمیولوژی و سرولوژی بوده­اند. در این میان می­توان به مطالعه رامین و همکاران در سال 1392 که شیوع بالای لپتوسپیروز در گاو را نسبت به گوسفند در شهرستان ارومیه گزارش نمودند (رامین و همکاران، 1392) و یا به مطالعه حسن پور و همکاران در سال 1386 که شیوع بالای لپتوسپیروز در فصول پائیز و زمستان را در گاوداری­های شیری اطراف تبریز گزارش کردند (حسن پور و همکاران، 1386)، اشاره نمود. در مجموع این مطالعه اولین تحقیقی است که در رابطه با تغییرات سرمی پارامترهای فوق­الذکر در لپتوسپیروز گاوی انجام شده است.

 

مواد و روش­ها

   این مطالعه در استان کردستان در طول سال­های 1393-1392 انجام شد. دوازده گاو مبتلا به لپتوسپیروز که از طریق معاینات بالینی و آزمایشات پاراکلینیکی آلوده تشخیص داده شده بودند به عنوان گروه بیمار و به همان تعداد گاو سالم (بدون هیچ­گونه علائم بالینی یا پاراکلینیکی) به عنوان گروه شاهد انتخاب شدند. معاینه فیزیکی کامل در تمام حیوانات انجام شد و سعی گردید که کلیه گاوان مورد مطالعه از نظر شرایط مدیریتی و محل زندگی تقریباً مشابه باشند. ضمناً از نظر آبستنی، سه گاو منفی بودند.

    علائم بالینی شامل: درجه حرارت بالا، بی­اشتهایی، اسهال، کم­خونی، یرقان (زردی در غشای ملتحمه و مخاطات) و ادرار قرمز تیره بودند. آزمایش میکروسکوپ زمینه تاریک نیز جهت مشاهده اسپیروکت­ها در ادرار انجام شد. نمونه ادرار (20-15 میلی­لیتر) از هر یک از حیوانات جمع­آوری شد و پس از سانتریفیوژ در 10000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه، مایع بالایی ادرار دور ریخته شده و به رسوب باقی­مانده 2/0 میلی­لیتر بافر فسفات (pH برابر 2/7) اضافه گردید و یک قطره از سوسپانسیون ادرار در میکروسکوپ زمینه تاریک تحت بررسی قرار گرفت (Quinn et al., 1994). اسپیروکت­ها به­صورت رشته‌های نخی شکل و مارپیچ در زمینه تاریک میکروسکوپ مشاهده گردیدند. در این مطالعه سویه لپتوسپیرا مورد بحث واقع نشد و فقط مشاهده ساختار کلی اسپیروکت­ها مد نظر قرار گرفت. البته این احتمال نیز وجود دارد که نوع سویه نیز تغییرات پارامترهای خونی را تحت تاثیر قرار دهد. در ادامه، نمونه خون (ده میلی­لیتر) از طریق ورید وداج جمع­آوری شد و هشت میلی­لیتر به لوله­های ساده منتقل گردید و بلافاصله به آزمایشگاه ارسال شد. پس از سانتریفوژ در 4000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه در دمای اتاق، سرم به دست آمد و تا زمان اندازه­گیری پارامترها به­صورت فریز­شده (25- درجه سلسیوس) نگه­داری شدند و برای آزمایش انگل خونی به دو میلی­لیتر خون کامل تازه باقی­مانده، 50 میکرولیتر از محلول  EDTA 10 درصد اضافه گردید و رنگ­آمیزی با گیمسای 5 درصد انجام شد. بررسی میکروسکوپی با عدسی درشتمنایی ×100 هیچ­گونه انگل خونی را در گاوان سالم و بیمار نشان نداد و تعدادی از گاوان بیمار و سالم که در آنها انگل خونی مشاهده گردید از روند مطالعه حذف شدند.

   تعیین فعالیت ADA به کمک روش الکتروکمی لومینسانس (Roch, Elecsys 2010)  و غلظت HSP-27 توسط کیت تجاری (MyBiosource, Elisa, USA) اندازه­گیری شد. بقیه پارامترها توسط (کیت­های شرکت پارس آزمون تهران، ایران) با استفاده از روش اسپکتروفتومتر و توسط دستگاه اتوآنالایزر (Hitachi-917 Auto analyzer, Japan)  اندازه­گیری شدند.

تحلیل آماری داده­ها: تعیین واریانس و مقایسه میانگین ± انحراف معیار داده­ها با آزمون تی­تست توسط نرم­افزار آماری SAS انجام شد (SAS v 9.1, SAS Institute Inc., Cary, NC, USA). سطح معنی­داری 01/0p≤ در نظر گرفته شد.

 

یافته­ها

   نتایج همه پارامترها در جدول 1 آمده ­است. افزایش معنی­دار (01/0p≤) هموسیستئین، HSP27، تری‌گلیسرید و VLDL در گاوان مبتلا در مقایسه با گاوان سالم مشاهده گردید. در مقابل، کاهش معنی­دار (01/0p≤)  در مقادیر  ADA، HDL، LDL، کلسترول و روی رخ داد.

 

 

 

 

 

 

جدول 1- مقایسه پارامترهای پلاسمایی HSP27، Hcy، ADA ، روی و پروفایل­های لیپیدی بین گروه بیمار و سالم

فراسنجه­های مورد آزمایش
	سالم	بیمار
هموسیستئین (Hcy, mg/dl)	12/6 ± 9/0	42/17 ± 41/3†
آدنوزین دِآمیناز (ADA, U/L)	13/36 ±51/0	23/16 ± 12/0†
پروتئین شوک حرارتی-27 (HSP-27, ng/ml)	31/5± 81/0	71/13± 23/2†
لیپوپروتئین با چگالی زیاد (HDL, mg/dl)	73/24 ± 59/6	35/9 ± 21/2†
لیپوپروتئین با چگالی کم (LDL, mg/dl)	21/73±29/9	11/23±06/2†
لیپوپروتئین با چگالی خیلی کم (VLDL, mg/dl)	52/11 ± 38/3	76/53 ± 92/8†
تری گلیسرید (TG, mg/dl)	57/42 ± 68/3	81/183 ±80/11†
روی (Zn2+, µg/dl)	254 ± 08/9	45/132 ± 26/4†

داده­ها به­صورت میانگین±انحراف معیار نشان داده شده است. علامت † نشان­دهنده وجود اختلاف معنی­دار در هر ردیف می­باشد (01/0p≤).

 

 

 

بحث و نتیجه­گیری

   در بررسی حاضر فعالیت ADA در گروه مبتلا به لپتوسپیروز در مقایسه با گروه سالم به­طور معنی­داری کاهش یافته بود. آدنوزین از ضد التهاب­های قوی داخل سلولی است که عملکرد سلول در واکنش­های التهابی را تنظیم کرده و مقادیر خود نیز توسط ADA تنظیم می‌شود. از سوی دیگر، آدنوزین باعث مهار آسیب سلول­های آندوتلیال عروقی ناشی از نوتروفیل­ها می‌گردد (Cronstein et al., 1986; Rodriguez et al., 2012). ازاین­رو کاهش فعالیت ADA ممکن است با شرایط حاکم بر این بیماری ارتباط داشته باشد (چرا که لپتوسپیروز از بیماری­هایی است که باعث آسیب عروقی می­شود) به­طوری­که، این احتمال وجود دارد که به­دلیل نقش حفاظتی آدنوزین در کاهش ضایعات عروقی، غلظت آدنوزین سلولی در گاوان مبتلا به لپتوسپیروز در سطح بالایی بماند که این روند نیز منجر ­به کاهش فعالیت ADA  داخل سلولی و به تبع آن کاهش مقدار آن در سرم می­گردد. علاوه بر این، در این مطالعه شاهد کاهش معنی­دار روی در سرم گروه بیمار در مقایسه با گروه سالم بودیم. روی خواص آنتی­اکسیدانی داشته (Powell, 2000) و در حال حاضر ارتباط بین روی و ایمنی سلولی (لنفوسیت­های T) مشخص شده ­است به‌طوری­که، کمبود آن با کاهش عملکرد سیستم ایمنی بدن (مخصوصاً لنفوسیت­های T) در ارتباط است (Hönscheid et al., 2009). علاوه بر این، کاتیون روی در درون ساختار ADA بوده و نقش مهمی در فعالیت کاتالیزوری آنزیم دارد (Cooper et al., 1997; Sideraki et al., 1996). از آنجایی که ارتباطی بین روی و فعالیتADA  وجود دارد. در نتیجه، احتمالاً کاهش فعالیت ADA ناشی از کاهش مقادیر خونی روی گاوان مبتلا به لپتوسپیروز، در مقایسه با گروه شاهد باشد.

   در رابطه با پروتئین­های شوک حرارتی، نقش این پروتئین­ها در مهار اثرات زیان آور استرس در سلول­ها  مشخص شده­است (Aşkar et al., 2007). HSP-27 از پروتئین­های استرس بوده که دارای اثر آنتی­اکسیدانی می­باشد (Ergönül and Aşkar, 2009). عوامل متعددی از قبیل آپوپتوز، بیماری­های عروقی، هیپرترمی و انواع مختلف سرطان در افزایش HSP-27   نقش داشته (Ciocca et al., 1993) ولی موردی در رابطه با تغییرات مقادیر سرمی HSP-27 در لپتوسپیروز گاوی گزارش نشده است. با این حال، نقش HSP-27، به­عنوان یک بیومارکر در بیماری­های مختلف، گزارش شده­است (Vidyasagar et al., 2012; Bao and Liu, 2009).

   از آنجایی که، آسیب کبدی ناشی از لپتوسپیروز به اثبات رسیده است، افزایش HSP-27 ممکن است به اثر محافظتی آن بر کبد نسبت داده شود. ضمناً نقش شرایط استرس­زا در این افزایش، مثل تب و التهاب نبایستی فراموش گردد.  

   در بررسی ما، افزایش معنی­دار هموسیستئین در گروه لپتوسپیروز در مقایسه با گروه سالم دیده شد. واسکولیت و آسیب سلول­های آندوتلیال عروقی به عنوان یکی از عوارض شایع لپتوسپیروز مطرح بوده که تکثیر اولیه لپتوسپیرا از طریق نفوذ به سلول­های آندوتلیال عروقی را علت اصلی آن دانسته­اند (Wang et al., 2012). هموسیستئین در بروز بیماری­های قلبی عروقی، استرس اکسیداتیو و آسیب سلول­های آندوتلیال شرکت کرده (Jacobsen, 2000) و از آنجا که در مطالعات حیوانی نقش مخرب هموسیستئین در سلول­های آندوتلیال عروقی مشخص شده­است (Thambyrajah and Townend, 2000)، بنابراین یکی از علل احتمالی واسکولیتِ ناشی از لپتوسپیروز را می­توان به آسیب سلول­های آندوتلیال عروقی به­دلیل افزایش هموسیستئین خون نسبت داد. چیلمی و همکاران، در سال 2004 افزایش قابل توجه هموسیستئین را در عفونت حاد پلاسمودیوم فالسیپاروم گزارش کرده و علت آن را به عدم بالانس در چرخه فولات به علت کاهش و در دسترس نبودن ویتامین ب 12 و NADPH ناشی از افزایش استرس اکسیداتیو نسبت داده و ضمناً گزارش کردند که پلاسمودیوم فالسیپاروم از فولات موجود در خون میزبان برای تقسیم و تکثیر خود استفاده می­کند (Chillemi et al., 2004). فولات نقش اساسی در چرخه متیونین-هموسیستئین داشته (Wagner, 1995) و از آنجا که متابولیسم هموسیستئین و فولات مشخص شده است، افزایش قابل توجه هموسیستئین ممکن است به­دلیل کمبود فولات ناشی از بیماری باشد که منجر به عدم متیلاسیون هموسیستئین به متیونین می­گردد. علاوه بر این، یکی دیگر از مواردی که می­تواند باعث افزایش هموسیستئین سرمی گردد، کاتیون روی (Zn²⁺) می­باشد. این کاتیون نقش کلیدی در متابولیسم هموسیستئین دارد به­طوری­که، اتصال هموسیستئین به آنزیم بتائین-هموسیستئین متیل ترانسفراز (BHMT)  توسط روی انجام می­شود (Heidarian et al., 2009). با این اوصاف هیپوزینکمی رخداده در گروه بیمار نسبت به گروه شاهد، احتمالاً یکی دیگر از عوامل افزایش­دهنده هموسیستئین سرمی در این مطالعه می­باشد.

   در رابطه با تغییرات پروفایل لیپیدی، ثابت شده است که عفونت باعث تغییراتی در مقادیر سرمی چربی و لیپوپروتئین به خصوص عوامل آتروژنیک می­شود. برای مثال می­توان تاثیر سوء­ عوامل بیماری­زا از قبیل هلیکوباکتر پیلوری و کلامیدیا پنومونیه را نام برد (Khovidhunkit et al., 2004). در این مطالعه پروفایل لیپیدی در گروه بیمار در مقایسه با افراد سالم دچارتغییر شد (کاهش معنی­دار HDL-C و LDL-C و افزایش معنی­دار TG و VLDL). سیتوکین­ها (به­عنوان مارکرهای التهابی، به عنوان مثال: TNFa، IL-6 و IL-1B) تا حد زیادی این پارامترها را تحت تاثیر قرار می­دهند (Khovidhunkit et al., 2000). از بین آنها، IL-6 سلول­های کبدی را متاثر کرده و باعث افزایش بیان گیرنده LDL  شده و منجر به افزایش جذب ذرات LDL و متعاقباً کاهش سطح LDL-C می­گردد (Gierens et al., 2000). قاضی و همکاران در سال 2011 سطح بالای LDL-C در مبتلایان به لپتوسپیروز را گزارش کردند که با مطالعه اخیر هم­خوانی ندارد (Gazi et al., 2011). لازم به ذکر است که عملکرد طبیعی و یا غیرطبیعی غده تیروئید نیز بدون شک نقش به­سزایی در متابولیسم چربی­ها و لیپوپروتئین در گونه­های مختلف حیوانات دارد. به عنوان مثال، کم­کاری تیروئید ممکن است در کاهش LDL و HDL در بابزیوز گوسفند نقش داشته باشد (Azimzadeh et al., 2013). از این رو، در مطالعه حاضر کاهش سطح LDL ممکن است هم به افزایش سیتوکین­ها و هم به اختلال در عملکرد تیروئید نسبت داده شود.

   در عفونت­های انگلی خون، غلظت تری­گلیسرید (TG) تغییر می­کند به­طوری­که، سطوح پایین آن در تیلریوز گاو و تریپانوزومیازیس گوسفند همراه با افزایش قابل توجه آن در بابزیوز گاو گزارش شده است (Yamamoto etal., 2000; Turunc et al., 2012; Adamu et al., 2008). افزایش سیتوکین ممکن است تاثیر به­سزایی در افزایش TG داشته باشد به­طوری­که TNF-α و اینترفرون می­توانند با تحریک سنتز اسیدهای چرب در کبد، نقش مهمی در افزایش میزان TG تولید شده داشته باشند و به تبع آن، منجر به سنتز بالای VLDL گردند (Khovidhunkit et al., 2000; Khovidhunkit et al., 2004). از سوی دیگر، وقوع هایپرتری­گلیسیریدمی ممکن است به هیپوزینکمی نسبت داده شود به­طوری­که، فعالیت لیپاز از طریق کاتیون روی تنظیم می­شود و لیپوپروتئین لیپاز در کلیرانس لیپوپروتئین­های حاوی تری گلیسرید شرکت می­کند. در نتیجه، در این مطالعه این احتمال وجود دارد که متعاقب کمبود روی، فعالیت لیپاز کاهش­ یافته و منجر به افزایش غلظت تری­گلیسرید گردد (Kettler et al., 2000). از آنجائی­که در لپتوسپیروز افزایش سیتوکین­های التهابی رخ می­دهد (Vernel-Pauillac and Morien, 2006) و هیپو­زینکمی نیز در این مطالعه رخ داده است، پس به احتمال زیاد این دو عامل تاثیر به­سزایی در افزایش TG در گروه بیمار داشته­اند.

   در بررسی حاضر، کاهش معنی­دار HDL-C در گروه مبتلا به لپتوسپیروز در مقایسه با گروه سالم مشاهده شد. HDL در انتقال معکوس کلسترول از ماکروفاژهای موجود در شریان­های آترواسکلروتیک به کبد شرکت کرده و نقش محافظتی آن در عدم بروز آترواسکلروز ثابت شده است (Toth, 2005). از سوی دیگر، یکی از نقش­های شناخته شده HDL، اثر محافظتی آن بدنبال وجود عفونت در بدن می باشد که می تواند به لیپوپلی­ساکاریدهای باکتری متصل شده و  آنها را خنثی کند (Guo et al., 2013). بر این اساس، این احتمال وجود دارد که HDL در حذف و خنثی کردن سموم لپتوسپیرایی شرکت کرده و در نتیجه منجر به کاهش میزان HDL گردد.

   در پایان می­توان نتیجه­گیری کرد که این مطالعه یک بررسی اولیه در ارزیابی تعدادی از پارامترهای سرمی در لپتوسپیروز گاوی بوده و احتمالاً با مطالعه وسیع­تر و با پارامترهای گسترده­تر بتوان از این تغییرات در مدیریت بیماری لپتوسپیروز گاوی بهره جست.

مراجع

• رامین، ع.، عبداله پور، غ.، عزیززاد ،ف.، قهرمانی، پ.، مسعودی، ا. و رامین، س. (1392). جستجوی پادتن­های ضد لپتوسپیرا در سرم خون گاو و گوسفندان ارومیه. مجله دامپزشکی ایران، دوره نهم، شماره 3، صفحات: 62-54.
• حسن پور، ع.، فرتاش­وند، م.، عبداله­پور، غ.، غلامعلی، م.، نادعلیان، م.ق. و ستاری، س. (1386). تعیین میزان شیوع سرولوژیک آلودگی به لپتوسپیرا در گاوداری­های شیری اطراف تبریز. مجله پژوهش وسازندگی در امور دام و آبزیان، شماره 74، صفحات: 77-67.
  • Adamu, S., Ige, A.A., Jatau, I.D., Neils, J.S., Useh, N.M., Bisalla, M., et al. (2008). Changes in the serum profiles of lipids and cholesterol in sheep experimental model of acute African trypanosomiasis. African Journal of Biotechnology, 7(12): 2090-2098
  • Arrigo, A. and Landry, J. (1994). Expression and function of the low-molecular-weight heat shock proteins. In: The biology of heat shock proteins and molecular chaperones. Moriomto, R.I. and Georgopoulos, A.T. editors.  Cold Spring Harbor Laboratory Press, Plainville, N.Y, pp: 335- 374.
  • Aşkar, T.K., Ergün, N. and Turunç, V. (2007). Isı şok proteinler ve fizyolojik rolleri. Kafkas Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi, 13: 109-114
  • Atakisi, E., Karapehlivan, M., Atakisi, O., Kontas, T., Marasli, S. (2006). Adenosine deaminase and Biochemical Liver Function Tests in the Dermatophytic Cattle. Bulletin Veterinary Institute Pulawy, 50: 481-483
  • Aydin, I., Bulbul, T., Polat, E.S. and Yazar, E. (2010). Serum antioxidant status and adenosine deaminase activity during the gestational period of sheep. Revue de Médecine Véterinaire, 161: 479-484.
  • Azimzadeh, K., Nouri, K., Farougi, H., Rasouli, S. and Zamani, N. (2013). Plasma Malondialdehyde, Thyroid Hormones and Some Blood Profiles in Ovine Babesiosis. Kafkas Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi, 19(3): 489-493
  • Bao, X.Q. and Liu, G.T. (2009). Induction of overexpression of the 27- and 70-kda heat shock proteins by bicyclol attenuates concanavalin A-induced liver injury through suppression of Nuclear Factor-kB in mice. Molecular Pharmacology, 75: 1180-1188.
  • Bharti, A.R., Nally, J.E., Ricaldi, J.N., Matthias, M.A., Diaz, M.M., Lovett, M.A., et al. (2003). Leptospirosis: a zoonotic disease of global importance. Lancet Infectious Disease, 3(12): 757-771
  • Chillemi, R.,Zappacosta, B.,Simporè, J., Persichilli, S.,Musumeci, M. andMusumeci, S. (2004). Hyperhomocysteinemia in acute Plasmodium falciparum malaria: an effect of host-parasite interaction. Clinica Chimica Acta, 348(1-2): 113-120.
  • Ciocca, D.R., Oesterreich, S., Chamness, G.C., McGuire, W.L. and Fugua, S.A. (1993). Biological and clinical implications of heat shock protein 27 (Hsp27). Journal of National Cancer Institution, 85: 1558-1570.
  • Cooper, B.F., Sideraki, V., Wilson, D.K., Dominguez, D.Y., Clark, S.W., Quiocho, F.A., et al. (1997). The role of divalent cations in structure and function of murine adenosine deaminase. Protein Science, 6: 1031-1037.
  • Cronstein, B.N., Levin, R.I., Belanoff, J., Weissmann, G. and Hirschhorn, R. (1986). Adenosine: an endogenous inhibitor of neutrophil-mediated injury to endothelial cells. Journal of Clinical Investment, 78(3): 760-770.
  • Erdogan, H.M., Karapehlivan, M., Citil, M., Atakisi, O., Uzlu, E. and Unver, A. (2008). Serum sialic acid and oxidative stress parameters changes in cattle with leptospirosis. Veterinary Research Communication, 32: 333-339. 
  • Ergönül, S. and Aşkar, T.K. (2009). The investigation of heat shock protein (HSP 27), Malondialdehyde (MDA), Nitric Oxide (NO) and Interleukin (IL-6, IL-10) levels in cattle with anaplasmosis. Kafkas Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi, 15: 575-579.
  • Gazi, I.F., Apostolou, F.A., Liberopoulos, E.N., Filippatos, T.D., Tellis, C.C., Elisaf, M.S., et al. (2011). Leptospirosis is Associated with Markedly Increased Triglycerides and Small Dense Low-Density Lipoprotein and Decreased High-Density Lipoprotein. Lipids, 46: 953-960.
  • Gierens, H., Nauck, M., Roth, M., Schinker, R., Schurmann, C., Scharnagl, H., et al. (2000). Interleukin-6 stimulates LDL receptor gene expression via activation of sterol-responsive and Sp binding elements. Arteriosclerosis Thrombosis Vascular Biology, 20: 1777-1783.
  • Gopi, A., Madhavan, S.M., Sharma, S.K. and Sahn, S.A. (2007). Diagnosis and treatment of tuberculosis pleural effusion in 2006. Chest, 131: 880-889.
  • Guay, J., Lambert, H., Gingras-Breton, G., Lavoie, J.N., Huot, J. and Landry, J. (1997). Regulation of actin filament dynamics by p38 map kinase-mediated phosphorylation of heat shock protein 27. Journal of Cell Science, 110: 357-368.
  • Guo, L., Ai1, J., Zheng, Z., Howatt, D.A., Daugherty, A., Huang, B., et al. (2013). HDL protects against polymicrobial-induced sepsis in mice. The Journal of Biological Chemistry, 289(21): 14666–14673.
  • Heidarian, E., Amini, M., Parham, M. and Aminorroaya, A. (2009). Effect of Zinc Supplementation on Serum Homocysteine in Type 2 Diabetic Patients with Microalbuminuria. The Review of Diabetic Studies, 6: 1.
  • Hoshino, T., Yamada, K., Masuoka, K., Tsuboi, I., Itoh, K., Nonaka, K., et al. (1994). Elevated adenosine deaminase activity in the serum of patients with diabetes mellitus. Diabetes Research Clinical Practice, 25: 97-102. 
  • Hönscheid, A., Rink, L. and Haase, H. (2009). T Lymphocytes: A Target for Stimulatory and Inhibitory Effects of Zinc Ions. Endocrine, Metabolic and Immune Disorders-Drug Targets, 9: 132-144.
  • Jacobsen, D.W. (2000). Hyperhomocysteinemia and Oxidative Stress Time for a Reality Check? Arteriosclerosis Thrombosis and Vascular Biology, 20: 1182-1184.
  • Karaman, U., Beytur, L., Raika Kıran, T. and Çolak, C. (2009). Adenosine deaminase level in the serum of the patients Toxoplasma gondii seropositive and Giardia intestinalis. African Journal of Microbiology Research, 3(10): 654-657.
  • Kettler, S.I., Eder, K., Kettler, A. and Kirchgessner, M. (2000). Zinc deficiency and the activities of lipoprotein lipase in plasma and tissues of rats force-fed diets with coconut oil or fish oil. Journal of Nutritional Biochemistry, 11(3): 132-138.
  • Khovidhunkit, W., Kim, M.S., Memon, R.A., Shigenaga, J.K., Moser, A.H. and Feingold, K.R. (2004). Effects of infection and inflammation on lipid and lipoprotein metabolism: mechanisms and consequences to the host. Journal of Lipid Research, 45:1169-1196.
  • Khovidhunkit, W., Memon, R.A., Feingold, K.R. and Grunfeld, C. (2000) Infection and inflammationinduced proatherogenic changes of lipoproteins. Journal of Infectious Diseases, 181(3): 462-472.
  • Mc Cully, K.S. (1969). Vascular pathology of homocysteinemia: implication for the pathogenesis of arteriosclerosis. American Journal of Pathology, 56: 111-128.
  • Mymrikov, E.V., Seit-Nebi, A.S. and Gusev, N.B. (2011). Large potentials of small heat shock proteins. Physiology Review, 91: 1123-1159.
  • Nazifi, S., Razavi, S.M., Safi, N. and Rakhshandehroo, E. (2012). Malignant Ovine Theileriosis: Alterations in the Levels of Homocysteine, Thyroid Hormones and Serum Trace Elements. Journal of Bacteriology and Parasitology, 3: 7.
  • Nehler, M.R., Talor, L.M. and Porter, J.M. (1997): Homocysteine as a risk factor for atherosclerosis: a review. Journal of Cardiovascular Surgery, 5: 559-567.
  • Plank, R. and Dean, D. (2000). Overview of the epidemiology, microbiology, and pathogenesis of Leptospira spp. in humans. Microbes and Infection, 2: 1265-1276.
  • Powell, S.R. (2000). The Antioxidant Properties of Zinc. Journal of Nutrition, 5: 1447-1454.
  • Quinn, P.J., Carter, M.E., Markey, B. and Carter, G.R. (1994). Clinical Veterinary Microbiology. 1st ed., UK: London, Wolfe Publishing, pp: 292-298.
  • Radostits, O.M., Blood, D.C. and Gay, C.C. (1994). Veterinary Medicine: A Textbook of the Diseases of Cattle, Hhorses, Sheep, Pigs and Goats. 8th ed., UK: London, Baillaire Tindall, pp: 884-908.
  • Rasoulinejad, M., Mousavi, S.J., Abdollahi, A., Fattahi, F. and Sarbiaei, A. (2009). Serum Adenosine Deaminase Activity and C-reactive protein Levels in Patients with Brucellosis Iranian Journal of Pathology, 4(3): 113-117.
  • Rodriguez, L.F.S., Oliveirab, M.E.F., Teixeirab, P.P.M., Cavalcantec, J.M. and Valec, M.R. (2012). Adenosine deaminase activity as a biochemical marker of inflammatory response in goats infected by caprine arthritis–encephalitis virus. Small Ruminant Research, 108: 120-126.
  • Sideraki, V., Mohamedali, K.A., Wilson, D.K., Chang, Z., Kellems, R.E., Quiocho, F.A., et al. (1996). Probing the functional role of two conserved active site aspartates in mouse adenosine deaminase. Biochemistry, 35: 7862-7872.
  • Tissieres, A., Mitchell, H.K. and Tracy, U.M. (1974). Protein synthesis in salivary glands of Drosophila melanogaster: relation to chromosome puffs. Journal of Molecular Biology, 85: 389-398.
  • Thambyrajah, J. and Townend, J.N. (2000). Homocysteine and atherothrombosis- mechanisms for Injury. European Heart Journal, 21: 967-974.
  • Toth, P.P. (2005). The ''Good Cholesterol'': High-Density Lipoprotein. Circulation, 111: e89-e91.
  • Turunc, V. and Kontas-Askar, T. (2012). The Determination of Oxidative Stress by Paraoxonase Activity, Heat Shock Protein and Lipid Profile Levels in Cattle with Theileriosis. Kafkas Universitesi Veteriner Fakultesi Dergisi, 18(4): 647-651.
  • Tyagi, N., Sedoris, K.C., Steed, M., Ovechkin, A.V., Moshal, K.S. and Tyagi, S.C. (2005). Mechanisms of homocysteine-induced oxidative stress. American Journal of Physiology Heart Circulation Physiology, 289: 2649-2656.
  • Vernel-Pauillac, F. and Merien, F. (2006). Proinflammatory and Immunomodulatory Cytokine m-RNA Time Course Profiles in Hamsters Infected with a Virulent Variant of Leptospira interrogans. Infection and Immunity, 4172-4179.
  • Vidyasagar, A., Nancy, A.W. and Djamal, A. (2012). Heat shock protein 27 (HSP27): biomarker of disease and therapeutic target. Fibrogenesis and Tissue Repair, 5: 7.
  • Wang, H., Wu, Y., Ojcius, D.M., Yang, F., Zhang, C., Ding, S., et al. (2012). Leptospiral hemolysins induce pro-inflammatory cytokines through toll-like receptor 2-and 4mediated JNK and NF-kB signaling pathways. PLoS ONE, 7(8): e42266. doi:10.1371/journal.pone.0042266.
  • Wagner, C. (1995). Biochemical role of folate in cellular metabolism. In: Folate in Health and Disease. Marcel Dekker editor. New York: Bailey, publishing, pp: 23-42.
  • Yamamoto, M. and Katoh, N. (2000). Decreased Apolipoprotein C-III Concentration in the High-Density Lipoprotein Fraction from Calves Inoculated with Pasteurella haemolytica and Bovine Herpes Virus-1. Journal of Veterinary Medicine Science, 62(1): 49-52.
  • Yang, C.W., Wu, M.S. and Pan, M.J. (2001). Leptospirosis renal disease. Nephrology Dialyses Transplantation, 5: 73-77.