بررسی تاثیر پاستوریزاسیون آغوز بر انتقال ایمنی غیرفعال در گوساله های نوزاد

آسیب‌شناسی درمانگاهی دامپزشکی

مقاله 1، دوره 10، 1 (37) بهار، خرداد 1395، صفحه 1-9   

نوع مقاله: مقاله علمی پژوهشی

نویسندگان

مسعود میلاندرزاده¹؛ سعید عظیم پور^{* 2}

¹دانش‌آموخته دانشکده دامپزشکی، واحد کرج، دانشگاه آزاد اسلامی، کرج، ایران

²استادیار گروه علوم درمانگاهی، دانشکده دامپزشکی، واحد بابل، دانشگاه آزاد اسلامی، بابل، ایران

چکیده

چکیده
   ازآنجایی­کهایمنوگلوبولین­هادرمقادیربسیاراندکازطریقجفتاز مادربهگوساله­هامنتقلمی­شوند،انتقالایمنوگلبولین­هاازطریقآغوزبهگوسالهازاهمیتبسیارزیادیبرخورداراست.نقصدرانتقالایمنیغیرفعالیکیازعواملاصلیمستعد­کنندهبیماری­هایمختلفبه­خصوصاسهالدرگوساله­هاینوزادمحسوبمی­شود.  بااینوجودبه­علتحضوربرخیعواملبیماری­زادرآغوزبه­خصوصباکتری­ها، برخی ازمحققیناستفادهازآغوزحرارت­دیدهراتوصیهمی­نمایند. کاهشباکتری­هایبیماری‌زایموجوددرآغوزتحتتاثیرحرارتممکناستسببافزایشجذبایمنوگلبولین‌هاشود. برخیشواهدگویایکاهشجذبایمنو­گلبولین­هابه­دنبالحرارتدادنآغوزمی­باشند. هدف از این مطالعه، بررسیمیزانآلبومین،گلوبولینوپروتئینتامخوندرگوساله­هاپسازحرارتدادنآغوزدردمای63درجهسلسیوس بهمدت30دقیقهمی­باشد.بدینمنظور، دریکدامداری‌ صنعتیتعداد28رأسگوسالهنوزادبهدوگروهشاهدوتیمارتقسیمشدند.بهگوساله‌هایگروهشاهد آغوزمعمولیوبهگروهتیمارآغوزحرارت­دیدهخوراندهشد.ازتمامیگوساله‌هایشاهدوتیماربلافاصلهپساززایشو48ساعتپسازآنخون­گیریبه عملآمد.غلظتپروتئینتاموگلوبولیندرگروهشاهددرمقایسهباگروهتیماربیشتربود (05/0p<).تفاوتمعنی­داریدرغلظتآلبومیندردوگروهمشاهدهنگردید. کاهشغلظتگلبولینسرمدرگروهتیماررامی­تواندناتورهشدنگلوبولین­هادر اثرحرارتدانست.

کلیدواژه‌ها

گوساله نوزاد؛ آغوز؛ پاستوریزاسیون؛ ایمنی غیرفعال

اصل مقاله

مقدمه

   جفت در گاو از نوع غیرتخریبی و اپی­تلیوکوریال است که در این نوع جفت به دلیل وجود شش لایه جفتی، عبور آنتی­بادی­ها از خون مادر به جنین صورت نمی­گیرد و یا اینکه به مقدار خیلی ناچیز و در حدود ده درصد منتقل می­شود. بنابراین، آنتی­بادی­ها باید از طریق آغوز مادر به گوساله منتقل شوند. در گاو تنها مقدار بسیار کمی ایمنوگلوبولین از بدن مادر در زمان آبستنی به نوزاد منتقل می­شود. لذا، در هنگام تولد مقاومت گوساله در مقابل بیماری­ها هیچ یا اندک است و گوساله تا سن 6 تا 8 هفتگی قادر به ایجاد مصونیت نمی­باشد و مصونیت اولیه گوساله از راه تغذیه با آغوز که دارای مقدار بالایی IgG است کسب می­شود (Waelchi et al., 1994; Quigley, 1998; Weaver et al., 2000).

   آغوز اولین دوشش  پس از زایمان  از پستان گاو می‌باشد که دارای ترکیبات ایمنوگلوبولین­ها،  لکوسیت­های مادری، هورمون رشد، سیتوکین‌ها، ترکیبات آنتی­باکتریال غیراختصاصی و مواد مغذی است. ایمنوگلوبولین یکی از پروتئین­های سرم خون است که از اواخر دوره آبستنی و اوایل دوره خشکی تا هنگام زایمان به  پستان وارد می­شود (Klaus et al., 1969; Kruse, 1970; Nocek and Braund, 1984; Morin et al., 2001; Reber et al., 2008).

   بیشترین میزان جذب ایمنوگلوبولین در گوساله بلافاصله پس از تولد است و با مرور زمان میزان جذب کاهش می‌یابد به طوری که در 24 ساعت پس از تولد تقریباً متوقف می‌شود. ایمنوگلوبولین‌های موجود در آغوز توسط روده جذب و وارد گردش خون گوساله  نوزاد می‌گردد و سبب ایمنی گوساله می­گردد (Sheldrake and Husband, 1985). در آغوز ممکن است علاوه بر ایمنوگلوبولین‌ها، مواد غذایی و عوامل بیماری‌زا از جمله باکتری‌ها، قارچ‌ها، ویروس‌ها و انگل‌ها نیز وجود داشته باشند. که این عوامل آلوده­کننده می‌توانند به صورت اولیه و ثانویه سبب آلودگی آغوز و بیماری گوساله­ها شده و سبب کاهش جذب ایمنوگلوبولین­ها می­گردند (James and Polan, 1981; Fecteau and Baillargeon, 2002; Rebilin, 2010).

   هدف از حرارت دادن آغوز کاهش عوامل بیماری‌زا به­طور کلی و عوامل بیماری­زای خاص مانند مایکوباکتریوم پاراتوبرکلوزیس و به طبع آن افزایش میزان جذب ایمنوگلوبولین موجود در آغوز و در نتیجه افزایش مقدار ایمنوگلوبولین سرم خون و در نهایت داشتن گوساله‌هایی با سیستم ایمنی کارآمدتر می­باشد (Godden et al., 2006; Jonson and Godden, 2007).

   این مطالعه به منظور بررسی  غلظت ایمنوگلوبولین در گوساله‌های تغذیه شده با آغوز حرارت دیده می­باشد.

 

مواد و روش­ها

    28 رأس گوساله نژاد هلشتاین سالم در یکی از گاودارهای صنعتی انتخاب شده و به دو گروه 14 رأسی (شاهد و تیمار) تقسیم شدند.

   معیار انتخاب گوساله­ها: گوساله­ها از گاوهای شکم سه و چهار و بدون هیچ­گونه سخت­زایی به­د­نیا آمده بودند. همه گوساله تک قلو بودند. 14 رأس از گوساله­ها نر و 14 رأس ماده بودند که به­صورت مساوی در دو گروه تقسیم شدند.

   به گوساله­های گروه شاهد آغوز به مقدار 2 لیتر در ساعت اول پس از تولد و 6 ساعت پس از آن و به‌وسیله آغوز خوران، خورانده شد. به گروه تیمار همان مقدار آغوز در دو نوبت و به همان روش اما پس از حرارت دادن در دمای 63 درجه سلسیوس و به مدت 30 دقیقه خورانده شد.

   نمونه خون بلافاصله پس از تولد و 48 ساعت پس از آن از طریق ورید وداج با استفاده از ونوجکت بدون ماده ضد انعقاد اخذ شد. سرم جدا شده و بلافاصله به آزمایشگاه فرستاده شد و پارامترهای زیر اندازه­گیری شد.

   غلظت پروتئین تام با استفاده از روش بیوره، آلبومین با استفاده از روش بروموکروزول گرین و گلبولین سرم از تفاضل این­دو تعیین شد.

 تحلیلآماری داده‌ها  

اطلاعات لازم به شیوه اندازه­گیری قبل و پس از خوراندن آغوز جمع­آوری شد. از آزمون کولموگروف – اسمیرنوف برای بررسی نرمال بودن توزیع داده­ها استفاده شد که با توجه به نرمال بودن توزیع داده‌ها از آزمون تحلیل کواریانس (ANCOVA) به منظور بررسی تاثیر مصرف آغوز پاستوریزه برغلظت پروتئین تام، آلبومین و گلبولین استفاده شد. در تجزیه و تحلیل داده‌های جمع‌آوری شده، از نرم‌افزار آماری SPSS ویرایش 0/20 استفاده شده است.

 

یافته­ها

   آماره­های توصیفی میزان آلبومین  به تفکیک دو گروه در دو مرحله بعد از تولد و پس از مصرف آغوز در جدول 1 آورده شده است.

 

 

 

 

     جدول 1- آماره­های توصیفی میزان آلبومین به تفکیک دو گروه در دو مرحله بعد از تولد و پس از مصرف آغوز (گرم بر دسی­لیتر)

مرحله اندازه­گیری	گروه	تعداد	میانگین	انحراف استاندارد
پس از تولد	تیمار	14	36/3	126/0
	شاهد	14	32/3	089/0
پس از مصرف آغوز	تیمار	14	09/3	137/0
	شاهد	14	04/3	085/0

  

 

   همان‌طور که در جدول 1 مشخص است، میزان آلبومین در هر دو گروه بعد از مصرف آغوز کاهش داشته است. در ادامه نتایج مربوط به آزمون تحلیل کواریانس در جدول 2 آورده شده است.

 

 

جدول 2- خلاصه نتایج آزمون تحلیل کواریانس بررسی اثر مصرف آغوز پاستوریزه بر میزان  جذب آلبومین

منبع تغییرات	مجموع مجذورات	درجه آزادی	میانگین مجذورات	مقدار آماره  F	سطح معنی­داری
مقدار ثابت	130/0	1	130/0	31/10	004/0
پیش­آزمون	022/0	1	022/0	78/1	194/0
آغوز	009/0	1	009/0	72/0	404/0
خطا	315/0	25	013/0

 

 

   با توجه به نتایج آزمون تحلیل کواریانس در جدول 2، سطح معنی­داری آزمون برای متغیر پیش آزمون برابر با 194/0 و بزرگتر از مقدار 05/0 است. بنابراین، در سطح اطمینان 95 درصد نتیجه می­شود که مقادیر آلبومین در دو گروه تیمار و شاهد پس از تولد تفاوت معنی­داری نداشته و یکسان بوده­اند.

   همچنین سطح معنی­داری آزمون برای متغیر آغوز برابر با 404/0 و بزرگتر از مقدار 05/0 است. بنابراین در سطح اطمینان 95 درصد نتیجه می­شود که در غلظت آلبومین سرم در دو گروه تیمار و شاهد پس از مصرف آغوز تفاوت معنی­داری وجود ندارد.

   آماره­های توصیفی میزان پروتئین تام به تفکیک دو گروه در دو مرحله پس از تولد و پس از مصرف آغوز در جدول 3 آورده شده است.

 

 

جدول 3- آماره­های توصیفی میزان پروتئین تام به تفکیک دو گروه در دو مرحله بعد از تولد و پس از مصرف آغوز (گرم بر دسی­لیتر)

مرحله اندازه­گیری	گروه	تعداد	میانگین	انحراف استاندارد
پس از تولد	تیمار	14	31/4	221/0
	شاهد	14	37/4	075/0
پس از مصرف آغوز	تیمار	14	96/5	606/0
	شاهد	14	61/6	095/0

 

 

   همان‌طور که در جدول 3 مشخص است، میزان پروتئین تام در هر دو گروه پس از مصرف آغوز افزایش داشته است.

 

 

 

 

 

جدول 4- خلاصه نتایج آزمون تحلیل کواریانس بررسی اثر مصرف آغوز پاستوریزه بر میزان  جذب پروتئین تام

منبع تغییرات	مجموع مجذورات	درجه آزادی	میانگین مجذورات	مقدار آماره  F	سطح معنی­داری
مقدار ثابت	239/3	1	239/3	79/17	001/0
پیش­آزمون	340/0	1	340/0	87/1	184/0
آغوز	224/3	1	224/3	71/17	001/0
خطا	550/4	25	182/0

 

  

 

   با توجه به نتایج آزمون تحلیل کواریانس در جدول 4، سطح معنی­داری آزمون برای متغیر پیش آزمون برابر با 184/0 و بزرگتر از مقدار05/0 است. بنابراین، در سطح اطمینان 95 درصد نتیجه می­شود که مقادیر پروتئین تام در دو گروه درمان و شاهد پس از تولد تفاوت معنی­داری نداشته و یکسان بوده­اند.

   همچنین سطح معنی­داری آزمون برای متغیر آغوز برابر با 001/0 و کوچکتر از مقدار 05/0 است.  بنابراین­ در سطح اطمینان 95 درصد نتیجه می­شود که میزان جذب پروتئین تام در دو گروه تیمار و شاهد پس از مصرف آغوز متفاوت است (05/0p<).

   با مقایسه میانگین غلظت جذب پروتئین تام در دو گروه تیمار و شاهد مشاهده می­شود که در گروه تیمار میزان جذب پروتئین تام کمتر از گروه شاهد بوده است.

   جدول آماره­های توصیفی میزان گلبولینبه تفکیک دو گروه در دو مرحله پس از تولد و پس از مصرف آغوز در جدول 5 آورده شده است.

 

 

جدول 5- آماره­های توصیفی میزان گلبولین به تفکیک دو گروه در دو مرحله بعد از تولد و بعد از مصرف آغوز (گرم بر دسی­لیتر)

مرحله اندازه­گیری	گروه	تعداد	میانگین	انحراف استاندارد
پس از تولد	تیمار	14	95/0	156/0
	شاهد	14	05/1	052/0
پس از مصرف آغوز	تیمار	14	87/2	611/0
	شاهد	14	57/3	108/0

 

 

   همان‌طور که در جدول 5 مشخص است، میزان گلبولیندر هر دو گروه پس از مصرف آغوز افزایش داشته است.

 

جدول 6- خلاصه نتایج آزمون تحلیل کواریانس بررسی اثر مصرف آغوز پاستوریزه بر میزان جذب گلوبولین

منبع تغییرات	مجموع مجذورات	درجه آزادی	میانگین مجذورات	مقدار آماره  F	سطح معنی­داری
مقدا ثابت	982/5	1	982/5	70/31	001/0
پیش آزمون	295/0	1	295/0	56/1	223/0
آغوز	614/3	1	614/3	15/19	001/0
خطا	718/4	25	189/0

 

  

 

   با توجه به نتایج آزمون تحلیل کواریانس در جدول 6، سطح معنی­داری آزمون برای متغیر پیش آزمون برابر با 223/0 و بزرگتر از مقدار 05/0 است. بنابراین در سطح اطمینان 95 درصد نتیجه می­شود که مقادیر گلبولیندر دو گروه تیمار و شاهد پس از تولد تفاوت معنی­داری نداشته و یکسان بوده­اند.

   همچنین سطح معنی­داری آزمون برای متغیر آغوز برابر با 001/0 و کوچکتر از مقدار 05/0 است.  بنابراین در سطح اطمینان 95 درصد نتیجه می­شود که غلظت گلبولیندر دو گروه تیمار و شاهد پس از مصرف آغوز متفاوت بوده و در گروه شاهد بیشتر از گروه تیمار می­باشد (05/0p<).

 

بحث و نتیجه‌گیری

   ایمنی در گوساله­های نوزاد از ایمنوگلوبولین‌های موجود در آغوز نشأت می­گیرد. بیش از 80 درصد ایمنوگلوبولین موجود در آغوز را IgG تشکیل می­دهد (Larson, 1980; Muller, 1981; Pritchett et al., 1991; Kehoe and Jayarao, 2007). این ایمنوگلوبولین‌ها توسط سلول‌های اپیتلیال روده به­خصوص ژژنوم جذب می‌شوند (Klaus et al., 1969).

   آغوز در بیشتر موارد دارای شمار زیادی از عوامل پاتوژن می­باشد که سبب بیماری شده (Streeter et al., 1995; Steele, 1997) و روند جذب ایمنوگلوبولین­ها را مختل می­کنند. جیمز و پولن  در سال 1982 نشان دادند، باکتری‌های بیماری‌زا در روده گوساله نوزاد سبب کاهش جذب ایمنوگلوبولین‌های آغوز می‌شوند.

   این کاهش جذب ایمنوگلوبولین‌ها سبب کاهش سطح ایمنی گوساله، مستعد شدن گوساله­ها به اسهال و سایر بیماری­های عفونی و افزایش خطر مرگ و میر و کاهش رشد می­گردد (Jonson & Godden, 2007). به این منظور، پاستوریزاسیون آغوز به­عنوان روشی برای کاهش شمار باکتریایی پیشنهاد شده است. پاستوریزاسیون آغوز سبب کاهش اسهال ناشی از کلی­فرم­های مدفوعی می‌گردد (Jamaluddin et al., 1996).

   ربیلین در سال 2010 نشان داد که پاستوریزاسیون آغوز در از بین بردن پاتوژن­های آن موثر است (Rebilin, 2010). استبل و همکاران در سال 2004 تاثیر پاستوریزاسیون آغوز در کاهش رخداد بیماری یون در گوساله­های شیری نوزاد را نشان دادند (Stabel et al., 2004). گودن و همکاران در سال 2006 نشان دادند که پاستوریزاسیون آغوز در کاهش میزان ارگانیزم زنده موثر می­باشد (Godden et al., 2006).

   تاکنون دماهای مختلفی برای حرارت دادن آغوز بررسی شده است. دماهای رایج برای پاستوریزاسیون شامل دمای 60 درجه سلسیوس به مدت 60 دقیقه و دمای 63 درجه سلسیوس به مدت 30 دقیقه می‌باشند (Green et al., 2002).

   جیمز و همکاران در سال 1981 نشان دادند که پاستوریزاسیون آغوز در گله­های تجاری در دمای 60 درجه سلسیوس برای از بین بردن عوامل پاتوژن همچون سالمونلا، ای کولای، لیستریا  مونوسایتوژنز و مایکوباکتریوم  بویس کافی است (James, 1981). با وجود این برخی از عوامل بیماریزا همچون استافیلوکوک­های کواگولاز منفی، برخی خانواده­های استرپتوکوک و کورینه باکتریوم و برخی باکتری‌های میله‌ای شکل گرم منفی در این دما از بین نمی‌روند و تنها افزایش دما این عوامل را از بین می‌برد به همین دلیل دمای 63 درجه سلسیوس توسط برخی از محققین توصیه شد (Green et al., 2002).

   مسیمنی و همکاران در سال 2006 اندازه­گیری غلظت پروتئین تام را به­عنوان یک روش اقتصادی و عملی برای بررسی وضعیت انتقال ایمنی غیرفعال پیشنهاد کردند (Massimini et al., 2006).

هدف از مطالعه حاضر، بررسی تاثیر حرارت دادن آغوز تا دمای 63 درجه سلسیوس به مدت 30 دقیقه بر غلظت پروتئین تام و گلوبولین سرم گوساله­های نوزاد بود. داده­های حاصل از این بررسی نشان داد که میزان آلبومین در هر دو گروه شاهد و تیمار به­دنبال مصرف آغوز کاهش نشان می­دهد، اما این کاهش معنی‌دار نبود. مقایسه بین دو گروه از نظر غلظت آلبومین اختلاف معنی­داری در بین دو گروه شاهد و تیمار پس از مصرف آغوز نشان نداد.

   آلبومین سرم خون در کبد تولید می‌شود و غلظت آن در شیر 1 تا 4 گرم در لیتر است و در آغوز غلظت آن  به 1/2 گرم در لیتر می‌رسد (Kehoe and Jayarao, 2007). این پروتئین در دماهای بیش از 70 درجه سلسیوس دناتوره می­شود که بیشتر از دمای استفاده شده در این تحقیق به منظور پاستوریزاسیون آغوز بود به همین علت تفاوتی در غلظت آلبومین در دو گروه پس از مصرف آغوز مشاهده نشد.

    آلبومین­اوری در دو روز ابتدایی زندگی در گوساله­های نوزاد در غیاب هر گونه بیماری به­صورت طبیعی رخ می‌دهد و این یافته تنها در گوساله‌هایی مشاهده می­شود که با آغوز و نه با شیر تغذیه می­شوند (Pierce, 1961). علت آلبومین­اوری در ابتدای زندگی شناخته نشده است و تنها می‌توان گفت که میزان آلبومین در آغوز بسیار­ بیشتر از شیر است.

    میزان گلبولین سرم در هر دو گروه پس از مصرف آغوز افزایش معنی­داری نشان می­دهد (05/0p<). اطلاعات به­دست آمده نشان داد که میانگین غلظت گلبولین در گروه تیمار کمتر از شاهد است (05/0p<). میزان پرتئین تام پس از مصرف افزایش نشان می‌دهد این افزایش در هر دو گروه معنی‌دار بود (05/0p<).

   در گروه تیمار غلظت پروتئین تام کمتر از گروه شاهد بود (05/0p<). تفاوت در غلظت پروتئین تام در دو گروه را می­توان به غلظت بیشتر گلبولین در گروه شاهد نسبت داد. نتایج به دست آمده از مطالعه حاضر با یافته‌های بسیاری از مطالعات همخوانی دارد.

   راموس و همکاران در سال 1994 نیز کاهش غلظت پروتئین تام و گلوبولین را به­دنبال پاستوریزه کردن آغوز مشاهده کرده بودند (Ramos et al., 1994). گودن و همکاران در سال 2006 نشان دادند که دماهای کمتر از 63 درجه سلسیوس احتمالاً تاثیری بر غلظت آنتی­بادی سرم ندارند. اما حرارت دادن در دمای 63 درجه سلسیوس سبب کاهش غلظت ایمنوگلوبولین آغوز می‌گردد (Godden et al., 2003). نتایج مطالعه تیلور و همکاران در سال 2000 نیز مشابه بود (Tyler et al., 2000). مک­مارتین و همکاران در سال 2006 نشان دادند که حرارت دادن آغوز به مدت 120 دقیقه و در درجه حرارت 60 درجه سلسیوس تاثیری بر میزان ایمنوگلوبولین­ها ندارد (McMartin et al., 2006)، اما الیزوندو-سلازر و همکاران در سال 2010 نشان دادند که ایمنوگلوبولین­های موجود در آغوز در دمای 60 درجه سلسیوس بیشتر دناتوره می­شوند (Elizondo-Salazar et al., 2009). آرگوئلو و همکاران در سال 2003 کاهش غلظت ایمنوگلوبولین G را در دماهای کمتر از 60 درجه نیز گزارش کردند (Arguello et al., 2003).  

   مک­مارتین و همکاران در سال 2006 علت کمتر بودن غلظت گلبولین سرم در گوساله­های تغذیه­شده با آغوز پاستوریزه را به دناتوره شدن گلوبولین­ها نسبت دادند. آنها کاهش 34 درصدی در غلظت ایمنوگلوبولین­ها را در گروه تیمار مشاهده کردند (McMartin et al., 2006). لاسته و همکاران در سال 2008 بیان کردند که هر چند حرارت دادن آغوز سبب کاهش غلظت ایمنوگلوبولین می­گردد، اما این کاهش بر عملکرد و یا سلامتی دام­ها تاثیری ندارد (Loste et al., 2008).  

   بنابراین، پاستوریزاسیون آغوز سبب کاهش جذب ایمنوگلوبین­های موجود در آن می­شود، اما با توجه به نقش آن در کاهش شمارش باکتریایی موجود در آغوز احتمالاً در برخی گله­ها روش کارآمدی در کاهش ابتلا به برخی بیماری­ها و مرگ‌ومیر گوساله­های نوزاد می‌باشد، که به مطالعات جامع­تری در این ارتباط نیاز است.

مراجع

• · Arguello, A., Castro, N., Capote, J., Gines, R., Acosta, F. and Lopez, J.L. (2003(. Effects of refrigeration, freezing–thawing and pasteurization on IgG goat colostrum preservation. Small Ruminant Research, 48: 135-139.
• · Elizondo-Salazar, J.A., Jayarao, B.M. and Heinrichs A.J. (2009). Effect of heat treatment of bovine colostrum on bacterial counts, viscosity, and immunoglobulin G., concentration. Journal of Dairy Science, 93: 961-967.
• · Fecteau, G.P. and Baillargeon, R. (2002). Bacterial contamination of colostrum fed to newborn calves in Quebec dairy herds. Canadian Veterinary Journal, 4 (7): 523-527.
• · Godden, S.M., Smith, S., Feirtag, L.M. and Green, L.R. (2003). Effect of on­farm commercial batch pasteurization of colostrum on colostrum and serum immunoglobulin concentrations in dairy calves. Journal of Dairy Science, 86(4): 1503-1510.
• · Godden, S.M., McMartin, S., Feirtag, L. and Stabel, J. (2006). Heat-treatment of bovine colostrum. II: Effects of heating duration on pathogen viability and immunoglobulin G. Journal of Dairy Science, 89(9): 3476-3483.
• · Green, L., Godden, S. and Feirtag. J. (2002). Pasteurization effects on Mycobacterium paratuberculosis, E. coli O157:H7, Salmonella sp., Listeria monocytogenes, and Staphylococcus aureus. Page 190. 35th Annual conference- Convention of American Association. Bovine Practice. Madison, WI. American Association of Bovine Practitioners, Stillwater, OK.
• · Jamaluddin, A.A., Carpenter, T.E. and Hird, D.W. (1996). Economics of feeding pasteurized colostrum and pasteurized waste milk to dairy calves. Journal of American Veterinary Medical Association, 209(4): 75l-756.
• · James, R.E. and Polan, C.E. (1981). Influence of administered indigenous microorganisms on uptake of [iodine-125] gamma-globulin in vivo by intestinal segments of neonatal calves. Journal of Dairy Science, 64(1): 52-61.
• · James, R.E. (1981). Influence of administered indigenous microorganisms on uptake of [iodine-125] gamma-globulin in vivo by intestinal segments of neonatal calves. Journal of Dairy Science, 64(1): 52-61.
• · Johnson, J.L. and Godden, S.M. (2007). Effects of feeding heat-treated colostrum on passive transfer of immune and nutritional parameters in neonatal dairy calves. Journal of Dairy Science, 90(11): 5189-5198.
• · Kehoe, S.I. and Jayarao, B.M. (2007). A survey of bovine colostrum composition and colostrum management practices on Pennsylvania dairy farms. Journal of Dairy Science, 90(9): 4108- 4116.
• · Klaus, G.G., Bennett, A. and Jones. E.W. (1969). A quantitative study of the transfer of colostral immunoglobulins to the newborn calf. Immunology, 6(3): 293­-299.
• · Kruse, V. (1970). A note on the estimation by computer simulation technique of the optimal colostrum dose, and feeding time at first feeding after the calf's birth. Animal Production, 12: 661.
• · Larson, B.L. (1980). Immunoglobulin production and transport by the mammary gland. Journal of Dairy Science, 63(4): 665-671.
• · Loste, A., Ramos, J.J., Fernandez, A., Ferrer, L.M., Lacasta, D. and Verde, M.T. (2008). Effect of colostrum treated by heat on immunological parameters in newborn lambs. Livestock Science, 117: 176-183.
• · Massimini, G., Peli, A., Boari, A. and Britti, D. (2006). Evaluation of assay procedures for prediction of passive transfer status in lambs. American Journal of Veterinary Research, 67: 593-598.
• · McMartin, S., Godden, S., Metzger, L., Feirtag, J., Bey, R., Stabel, J., et al. (2006). Heat treatment of bovine colostrum. I: effects of temperature on viscosity and immunoglobulin G level. Journal of Dairy Science, 89: 2110-2118.
• · Morin, D.E., Constable, F.P. and Maunsell, G.C. (2001). Factors associated with colostral specific gravity in dairy cows. Journal of Dairy Science, 84(4): 937-943.
• · Muller, L.D. (1981). Colostral immunoglobulin concentrations among breeds of dairy cattle. Journal of Dairy Science, 64(8): 727-1730.
• · Nocek, L.E. and Braund, D.G. (1984). Influence of neonatal colostrum administration, immunoglobulin, and continued feeding of colostrum on calf gain, health, and serum protein. Journal of Dairy Science, 67(2): 319-333.
• · Pierce, E. (1961). Further study on proteinuria in the new born calf. Journal of Physiology, 156: 136-149.
• · Pritchett, L.C., Gay, C.C. and Besser, T.E. (1991). Management and production factors influencing immunoglobulin G1 concentration in colostrum from Holstein cows. Journal of Dairy Science, 74(7): 2336-2341.
• · Quigley, J.D. (1998). Nutrient and immunity transfer from cow to calf pre­ and postcalving. Journal of Dairy Science, 81(l0): 2779-2790.
• · Ramos, J.J., Verde, M.T., Marca, M.C. and Fernández, A. (1994). Clinical chemical values and variations in Rasa Aragonesa ewes and lambs. Small Ruminant Research, 13: 133-139.
• · Rebilin, T.W. (2010). The effect of heat treatment on microbiological qualities of bovine colostrum, passive immune transfer of neonatal calves, and future animal performance. PhD Thesis, University of Miinchen, Germany.
• · Reber, A.J., Donovan, D.C. and Marshall, D.J. (2008). Transfer of maternal colostral leukocytes promotes development of the neonatal immune system. Part II.Effects on neonatal lymphocytes. Veterinary Immunology and Immunopathology, 123(3-4): 305­-313.
• · Stabel, J.R., Hurd, S.C. and Vente, R.F. (2004). Destruction of Mycobacterium paratuberculosis, Salmonella spp. and Mycoplasma spp. ill raw milk by a commercial on-farm high-temperature, short-time pasteurizer. Journal of Dairy Science, 87(7): 2177-2183.
• · Sheldrake, R.F. and Husband, A.J. (1985). Intestinal uptake of intact lymphocytes by neonatal rats and lambs. Research in Veterinary Science, 39: 10-15.
• · Steele, M. (1997). Survey of Ontario bulk tank raw milk for food-borne pathogens. Journal of Food Protection, 60: 1341-1346.
• · Streeter, R.N., Hoffsis, G.F., Bech-Nielsen, S. and Shulaw, W.P. (1995). Isolation of Mycobacterium paratuberculosis from colostrum and milk of subclinically infected cows. American Journal of Veterinary Research, 56(10): 1322-1324.
• · Tyler, J.W., Lakritz, J., Hostetler, D.E., Douglas, V., Weaver, D.M., Steevens, B.J., et al. (2000). Effect of pasteurization at 76 and 63^°C on the absorption of colostral IgG in calves. Journal of Dairy Research, 67: 619-623.
• · Waelchli, R.O., Müller, Ch., Hässig, M. and Rüsch, P. (1994). Immunoglobulin concentrations in colostrum and serum of lambs of dairy sheep breeds. The Veterinary Record, 135: 16-17.
• · Weaver, D.M., Hostetler, J.W., Tyler, D.C., VanMetre, D.E. and Barrington, G.M. (2000). Passive transfer of colostral immunoglobulins in calves. Journal of Veterinary Internal Medicine. 14: 569-577.