تأثیر عصاره سان همپ (Cortalaria juncea) فرموله شده با نانوذره کیتوزان بر جوانه زنی برخی از علف های هرز

تحقیقات بذر

دوره 12، شماره 45، بهمن 1401، صفحه 11-28   

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

شناسه دیجیتال (DOI): 10.30495/jsr.2023.1988281.1257

نویسندگان

فاطمه احمدنیا¹؛ علی عبادی^{* 2}؛ مسعود هاشمی³؛ اکبر قویدل⁴؛ محمدتقی آل ابراهیم⁵

¹دانشجوی دکتری فیزیولوژی گیاهان زراعی، گروه آموزشی مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی،

²استاد، فیزیولوژی گیاهان زراعی، گروه آموزشی مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل،

³استاد،گروه علوم خاک، دانشکده کشاورزی استاک بریج، دانشگاه ماساچوست، ماساچوست، آمریکا

⁴دانشیار بیولوژی و بیوتکنولوژی خاک، گروه علوم و مهندسی خاک، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران

⁵استاد گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل.

چکیده

سان‌همپ (Crotalaria juncea) یک گیاه پوششی دگرآسیب مورد استفاده به منظور کنترل فیزیکی علف‌های‌هرز است. به منظور بررسی تأثیر عصاره فرموله شده سان‌همپ با نانوذره کیتوزان بر جوانه‌زنی برخی از علف‌های‌هرز، آزمایشی در سال 1400 در دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه محقق اردبیلی با سه تکرار اجرا شد. تیمارهای آزمایشی شامل گونه علف‌های‌هرز خردل وحشی (Sinapis arvensis L.) و تاج خروس (Amaranthus retroflexus) و غلظت‌های صفر (آب مقطر)، 150 و 200 گرم در لیتر بود. نتایج نشان داد که عصاره سان‌همپ فرموله شده با نانوذره کیتوزان درصد جوانه‌زنی و مؤلفه‌های وابسته به آن را در بذر علف‌های‌هرز تحت تأثیر قرار داد. همچنین نتایج نشان داد که با افزایش غلظت (به‌ترتیب غلظت‌های 150 و 200 گرم در لیتر) درصد جوانه‌زنی بذرهای خردل وحشی (به‌ترتیب 20 و 44 درصد) و تاج خروس (به-ترتیب 6 و 12 درصد) در مقایسه با غلظت صفر کاهش یافت. نتایج نشان داد که جوانه‌زنی بذر خردل وحشی در مقایسه با بذر تاج خروس بیشتر تحت تأثیر قرار گرفت. تجزیه و تحلیل پیرسون تأثیر منفی و معنی‌دار جوانه‌زنی بر زمان تا 25، 50 و 75 درصد، میانگین زمان جوانه‌زنی و شاخص جوانه‌زنی را نشان داد. همچنین تأثیر مثبت و معنی‌دار جوانه‌زنی بر ضریب سرعت جوانه‌زنی بذر، حداکثر مقدار جوانه‌زنی و ارزش جوانه‌زنی را نشان داد. نتایج بر تأثیر عصاره سان‌همپ فرموله شده با کیتوزان در غلظت 200 گرم در لیتر بر کاهش جوانه‌زنی و مؤلفه‌های وابسته به آن را در بذر خردل وحشی تأیید نمود.

کلیدواژه‌ها

شاخص های جوانه زنی؛ عصاره های گیاهی؛ علف های هرز؛ کیتین و نانوذرات

اصل مقاله

 

 

The effect of Sunn hemp extract (Crotalaria juncea) formulated with chitosan nanoparticle on the germination of some weeds

 

Fatemeh Ahmadnia¹, Ali Ebadi^2*, Masoud Hashemi³, Akbar Ghavidel⁴,

Mohammad Taghi Alebrahim⁵

‍¹PhD student plant physiology. Department of Production engineering and plant genetics, Faculty of Agriculture and natural resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran, Email: [e-mail]

Professor, Department of Production engineering and plant genetics, Faculty of Agriculture and natural resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran, Email: [e-mail]

³Professor, Stockbridge School of Agriculture, Soil Sciences, University of Massachusetts Amherst, Massachusetts, USA,
Email: [e-mail]

⁴Assistant professor, Department soil science, Faculty of Agriculture and natural resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran, Email: [e-mail]

⁵ Professor, Department of Production engineering and plant genetics, Faculty of Agriculture and natural resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran, Email: [e-mail]

 

Article Info		ABSTRACT
Article type: Research Full Paper       Article history: Received: 2022-8-6 Revised:   2022-9-6 Accepted: 2022-9-16       Keywords: Chitin Germination indices Herbal extract Nanoparticle Weeds		Sunn hemp (Crotalaria juncea) is an allelopathic cover crop used for the physical control of weeds. In order to investigate the effect of Sunn hemp formulated extract with chitosan nanoparticles on the germination of some weeds, an experiment was carried out in 2021 at the Faculty of Agriculture and Natural Resources of Mohaghegh Ardabili University with three replications. The experimental treatments included weed species wild mustard (Sinapis arvensis L.) and pigweed (Amaranthus retroflexus) and extract concentration as zero (distilled water), 150 and 200 g/L. The results showed that Sunn hemp formulated extract with chitosan nanoparticles affected the germination percentage and related components in weed seeds. Also, the results indicated that with the increase in concentration (150 and 200 g/L respectively) the germination percentage of wild mustard seeds (20 and 44%, respectively) and pigweed seeds (6 and 12%, respectively) decreased compared to zero concentration. The results demonstrated that the wild mustard weed seed was more affected compared to the pigweed. Pearson's analysis showed a negative and significant effect of germination on time up to 25, 50 and 75%, mean germination time, and germination index. It also showed the positive and significant effect of germination on the coefficient of the velocity of germination, peak value, and germination value. The results emphasize the effect of Sunn hemp extract formulated with chitosan at a concentration of 200 g/L on the reduction of germination and its related components in wild mustard seeds.
	©The author(s)                              Publisher: Islamic Azad University, Gorgan branch Doi: 10.30495/jsr.2023.1988281.1257

 

 

 

 

 

 

تأثیر عصاره سان­همپ (Cortalaria juncea) فرموله شده با نانوذره کیتوزان بر

جوانه­زنی برخی از علف­های­هرز

 

فاطمه احمدنیا¹، علی عبادی^2*، مسعود هاشمی³، اکبر قویدل⁴، محمدتقی آل­ابراهیم⁵

¹ دانشجوی دکتری فیزیولوژی گیاهان زراعی، گروه آموزشی مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران،
رایانامه: [e-mail]

² استاد، فیزیولوژی گیاهان زراعی، گروه آموزشی مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران، رایانامه: [e-mail]

³ استاد،گروه علوم خاک، دانشکده کشاورزی استاک بریج، دانشگاه ماساچوست، ماساچوست، آمریکا، رایانامه: [e-mail]

⁴ دانشیار بیولوژی و بیوتکنولوژی خاک، گروه علوم و مهندسی خاک، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران، رایانامه:[e-mail]

⁵ استاد علوم علف­های­هرز، گروه آموزشی مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، اردبیل، ایران، رایانامه: [e-mail]

 

اطلاعات مقاله		چکیده
نوع مقاله: مقاله کامل علمی     تاریخ دریافت: ۱۵/۵/۱۴۰۱ تاریخ بازنگری: ۱۵/۶/۱۴۰۱ تاریخ پذیرش:  ۲۵/۶/۱۴۰۱     واژه‌های کلیدی: شاخص‌های جوانه‌زنی عصاره‌های گیاهی علف‌های هرز کیتین و نانوذرات		سان­همپ (Crotalaria juncea) یک گیاه پوششی دگرآسیب مورد استفاده به منظور کنترل فیزیکی علف­های­هرز است. به منظور بررسی تأثیر عصاره فرموله شده سان­همپ با نانوذره کیتوزان بر جوانه­زنی برخی از علف­های­هرز، آزمایشی در سال 1400 در دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه محقق اردبیلی با سه تکرار اجرا شد. تیمارهای آزمایشی شامل گونه علف­های­هرز خردل وحشی (Sinapis arvensis L.) و تاج خروس (Amaranthus retroflexus) و غلظت­های صفر (آب مقطر)، 150 و 200 گرم در لیتر بود. نتایج نشان داد که عصاره سان­همپ فرموله شده با نانوذره کیتوزان درصد جوانه­زنی و مؤلفه­های وابسته به آن را در بذر علف­های­هرز تحت تأثیر قرار داد. همچنین نتایج نشان داد که با افزایش غلظت (به­ترتیب غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر) درصد جوانه­زنی بذرهای خردل وحشی (به­ترتیب 20 و 44 درصد) و تاج خروس (به­ترتیب 6 و 12 درصد) در مقایسه با  غلظت صفر کاهش یافت. نتایج نشان داد که جوانه­زنی بذر خردل وحشی در مقایسه با بذر تاج خروس بیشتر تحت تأثیر قرار گرفت. تجزیه و تحلیل پیرسون تأثیر منفی و معنی­دار جوانه­زنی بر زمان تا 25، 50 و 75 درصد، میانگین زمان جوانه­زنی و شاخص جوانه­زنی را نشان داد. همچنین تأثیر مثبت و معنی­دار جوانه­زنی بر ضریب سرعت جوانه­زنی بذر، حداکثر مقدار جوانه­زنی و ارزش جوانه­زنی را نشان داد. نتایج بر تأثیر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در غلظت 200 گرم در لیتر بر کاهش جوانه­زنی و مؤلفه­های وابسته به آن را در بذر خردل وحشی تأیید نمود.
استناد: احمدنیا، فاطمه؛ عبادی، علی؛ هاشمی، مسعود؛ قویدل، اکبر؛ آل‌ابراهیم، محمدتقی. (۱۴۰1). تأثیر عصاره سان‌همپ (Cortalaria juncea) فرموله شده با نانوذره کیتوزان بر جوانه‌زنی برخی از علف‌های هرز. نشریه تحقیقات بذر، 12 (۴)، ۲۸-۱۱.
	ناشر: دانشگاه آزاد اسلامی، واحد گرگان © نویسندگان.		Doi: 10.30495/jsr.2023.1988281.1257

 

مقدمه

            سیستم­های مدیریتی متداول، استفاده از نهاده­های شیمیایی مانند علف­کش­ها را یکی از روش­های کنترل علف­های­هرز در جهت افزایش عملکرد محصولات کشاورزی معرفی می­کنند (Okey-Onyesolu et al., 2021). استفاده روزافزون و غیرهدفمند از این محصولات موجب افزایش مشکلات زیست­محیطی مانند تخریب اکوسیستم­های کشاورزی، تجمع بقایای نهاده­های شیمیایی و آلودگی منابعی مانند هوا، آب و خاک می­شود (Li et al., 2021). ارائه روش­های زیست‌سازگار و ایمن توسط پژوهشگران موجب ایجاد استراتژی­های مدیریتی موفق در زمینه تولید محصولات کشاورزی همگام با حفظ محیط زیست و دوام اقتصادی می­شود (Saif et al., 2016).

            استفاده از گیاهانی با خاصیت دگرآسیبی یکی از روش­های سازگار با محیط زیست در مدیریت کنترل علف­های­هرز است. دگرآسیبی اثر مهاری یا تحریکی یک گیاه بر گونه­ای دیگر در نتیجه انتشار ترکیبات شیمیایی در محیط است (Putnam and Tang, 1986). خاصیت دگرآسیبی گیاهان زراعی در مدیریت سیستم­های کشاورزی برای کنترل علف‌های هرز به دلیل ترشح بسیار ناچیز ترکیبات دگرآسیب در محیط طبیعی مورد استفاده قرار نمی­گیرد، با این حال می­توان نقش آن­ها را با استفاده از گیاهان تجاری دگرآسیب گسترش داد (Wu et al., 1999; Alder and Chase, 2007).

            سان­همپ (Crotalaria juncea) یکی از گیاهان پوششی مورد استفاده به‌منظور کنترل علف­های­هرز است. سان­همپ یک گیاه­ پوششی سه کربنه[1]، گرمسیری و مقاوم به شرایط سخت است (Kamireddy et al., 2013). سان­همپ پتانسیل بالایی در ارائه خدمات زیستی مانند سرکوب علف­های­هرز دارد (Cho et al., 2015). برخی از آمینو اسیدهای جداسازی شده از گیاه سان­همپ گونه کروتالاریا بیانگر خاصیت دگرآسیبی این گیاه هستند
(Pant and Fales, 1974; Alder and Chase, 2007). در برخی از مطالعات بیان شده است که برگ­های گیاه سان­همپ حاوی اسیدآمینه غیرپروتئینی فیتوتوکسیک هیدروکسی نورلوسین[2] هستند که می­تواند موجب سرکوب علف­های­هرز شود (Javaid et al., 2015). با این حال رهاسازی غیرهدفمند ترکیبات دگرآسیب در بستر تولید محصولات کشاورزی و تأثیر عوامل متعدد محیطی می­تواند موجب کاهش تأثیر این ترکیبات بر کنترل علف­های­هرز ­شود. استفاده از فناوری نانو به جهت ارائه هدفمند این ترکیبات در محیط می­تواند یکی از روش­های نوین، ایمن و مؤثر باشد (Maghsoodi et al., 2019; Elizabath et al., 2019). در حقیقت نانوتکنولوژی ساخت ذراتی در مقیاس یک تا 100 نانومتر به عنوان ابزاری برای سنجش و مشاهده است (Bulasara et al., 2011). نانوذرات به دلیل بسیاری از ویژگی­های ساختاری قابل توجه کاربرد گسترده­ای در علوم و صنایع مختلف دارند
(Bulasara et al., 2011). برای مثال گزارش شده است که نانوفناوری در کشاورزی موجب کاهش میزان انتشار مواد شیمیایی، تلفات علف­کش­ها و آفت­کش­ها همگام با افزایش عملکرد محصولات کشاورزی می­شود (Choudhary et al., 2020).

            طیف گسترده­ای از پلیمرهای زیستی از جمله کیتوزان به­طور فعال به عنوان نانوحامل­های تحویل­دهنده­ی مواد شیمیایی در بخش کشاورزی مورد استفاده قرار می­گیرند (Wani et al., 2019; Choudhary et al., 2019). کیتوزان یک مشتق زیست­سازگار، زیست­تخریب­پذیر با نفوذپذیری بالا، مقرون به صرفه برای تولید وسیع و غیرسمی از کیتین است (Shukla et al., 2013). ویژگی­های زیستی، فیزیکوشیمیایی، میزان خلوص و وزن مولکولی کیتوزان وابسته به منبع و روش استخراج است (Kurita et al., 2006). سایر ویژگی­های کیتوزان شامل خاصیت آنتی­اکسیدانی (Sun et al., 2007)، هموستاتیک و پتانسیل تشکیل فیلم، قدرت جذب عالی، ضدباکتری، ضدقارچی و ضد ویروسی و ویژگی­های آنتی کلسترولمی[3] موجب افزایش کاربردهای آن شده است (Mujtaba et al., 2018; Sun et al., 2007). بنابراین می­توان بیان نمود که کیتوزان به عنوان یکی از کارآمدترین پلیمرها در تحویل مواد شیمیایی کشاورزی و ریزمغذی­ها در نانوذرات است (Cota-Arriola et al., 2013). برای مثال در پژوهشی علف­کش گلایفوسیت را با کیتوزان فرموله نموده و گزارش کردند که فرمولاسیون­های انجام یافته کیتوزان/گلایفوسیت دارای کمترین سمیت و همزمان دارای مؤثرترین فعالیت علف­کشی در برابر علف­های­هرز مورد نظر بودند (Rychter, 2019). در مطالعه­ای دیگر پژوهشگران نشان دادند که علاوه بر کاهش سمیت علف­کش ایمزاپیک[4] سنتز شده با نانوذرات کیتوزان، نانوذرات دارای پایداری فیزیکوشیمیایی مطلوبی بودند (Maruyama et al., 2016).

            بنابراین به نظر می­رسد تلفیق عصاره گیاه سان­همپ به عنوان یک گیاه دگرآسیب با کیتوزان به عنوان یک نانوحامل، نگرش نوینی در ایجاد علفکش­های زیستی از عصاره سان­همپ باشد. هدف از این آزمایش، بررسی تأثیر عصاره­های سان­همپ و عصاره فرموله شده با کیتوزان بر قابلیت جوانه­زنی و مؤلفه­های وابسته به آن در علف­های­هرز تاج خروس و خردل وحشی بود.

 

مواد و روش­ها

            به منظور بررسی تأثیر عصاره فرموله شده  سان­همپ با کیتوزان آزمایشی در سال 1400 در آزمایشگاه­های تکنولوژی بذر و علوم علف­های­هرز گروه مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه محقق اردبیلی اجرا شد. آزمایش به­صورت فاکتوریل در قالب طرح کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. تیمارهای آزمایشی شامل گونه علف­های­هرز خردل وحشی
(Sinapis arvensis L.) و تاج خروس (Amaranthus retroflexus) و غلظت­های صفر (آب مقطر)، 150 و 200 گرم در لیتر بود.

            بذر سان همپ با نام تجاری  (Crotalaria Juncea)Global Sunn brand Sunn hemp  از ایالات متحده امریکا، ماساچوست، امهرست تهیه شد. بذور پس از اختلاط با باکتری همزیست Bradyrhizobium spp. با فواصل بین ردیف 38 سانتی­متر و روی ردیف 10 سانتی‌متر در بهار 1399 در مزرعه تحقیقاتی دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی مغان دانشگاه محقق اردبیلی کشت گردید. برخی از ویژگی­های خاک مزرعه آزمایشی و شرایط اقلیمی به­ شرح جدول 1 و شکل 1 می­باشد. با گذشت  65 روز از تاریخ کاشت و پیش از گلدهی اقدام به جمع­آوری برگ گیاه سان­همپ گردید. برگ­های گیاه سان­همپ به مدت 72 ساعت تا حصول وزن ثابت در دمای 50 درجه سانتی­گراد در آون خشک شد (Skinner et al., 2012). سپس نمونه­های خشک شده توسط آسیاب مدل  Romania, type ~3M پودر شد و تا زمان تهیه عصاره در یخچال 70- درجه سانتی­گراد نگهداری شد. برای تهیه عصاره آبی گیاه سان­همپ از روش خیساندن[5] استفاده شد (Trusheva et al., 2007). در این روش پودر گیاه سان­همپ براساس غلظت­های آزمایشی با آب مقطر مخلوط شد. به‌منظور تهیه غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر به­ترتیب 150 و 200 گرم پودر گیاه سان­همپ به یک لیتر آب مقطر (1000 میلی­لیتر) اضافه شد. محلول­های حاصل به‌مدت 24 ساعت در دمای 25 درجه سانتی­گراد بر روی شیکر مدل FSA, AC220V, 50/60HZ (IRAN) قرار گرفت. پس از گذشت زمان، محلول حاصل با استفاده از کاغذ صافی واتمن شماره 42 صاف گردید. سپس به مدت 15 دقیقه با 5000 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد و عصاره شفاف رویی جدا و تا زمان انجام آزمون­های زیست­سنجی در یخچال در دمای 4 درجه­سانتی­گراد نگهداری شد.

 

 

جدول 1: برخی از ویژگی­های­ خاک مزرعه آزمایشی
pH	EC	شن	سیلت	رس	بافت	کربنات کلسیم	کربن آلی	نیتروژن کل (کجلدال)		فسفر قابل جذب	پتاسیم قابل جذب
	دسی زیمنس بر متر			میلی­گرم در کیلوگرم
8/7	7/4	92/10	30	08/59	رسی	2/31	6/0	05/0		51/10	467

 

شکل 1: تغییرات دمایی و بارش در طول دوره رشد سان­همپ

 

 

تهیه عصاره فرموله شده سان­همپ با کیتوزان: سنتز عصاره­های فرموله شده سان­همپ در غلظت های 150 و 200 گرم در لیتر با کیتوزان با استفاده از روش ژل­شدن یونی^[6] انجام شد (Bulmera et al., 2012; Shahbazi et al., 2013). کیتوزان تجاری با وزن مولکولی متوسط تهیه شد. به­منظور سنتز، سه گرم کیتوزان با ترازوی دیجیتال با دقت 0001/0 گرم مدل (Satorius -SECURA124-1S- Germany) توزین شد و در 300 میلی­لیتر آب مقطر حل شد. جهت انحلال کامل و ایجاد یکنواختی در اختلاط محلول از همزن مغناطیسی با 550 دور در دقیقه در دمای اتاق (2±27) استفاده شد. همچنین به­منظور تنظیم pH برابر پنج، چند قطره به آن استیک اسید گلاسیال اضافه شد. سپس مقدار 20 میلی­لیتر از عصاره سان­همپ 150 و 200 گرم در لیتر به محلول­ها اضافه شد. در مرحله بعد مقدار 5/0 گرم تری پلی فسفات[7] توسط ترازوی دیجیتال با دقت 0001/0 توزین شد و در 50 میلی­لیتر آب مقطر به طور کامل حل و به صورت قطره قطره با استفاده از قطره­چکان به محلول کیتوزان اضافه شد. اختلاط محلول به مدت 60 دقیقه ادامه یافت. سپس از محلول تهیه شده برای آزمون­های زیست­سنجی علف­های­هرز خردل وحشی و تاج خروس استفاده شد.

 

 

 

شکل 2: گیاه سان همپ (A)، سنتز کیتوزان با عصاره سان همپ (B)، عصاره­های

سنتز شده 150 و 200 گرم در لیتر (C)

 

 

آزمون­های زیست­سنجی: بذر علف­های­هرز خردل وحشی (Sinapis arvensis L.) و تاج خروس (Amaranthus retroflexus) از مزارع کشاورزی مرکز تحقیقات مغان در شهرستان پارس آباد، استان اردبیل با موقعیت جغرافیایی ʹ31°39 شمالی و ʹ46°47 شرقی جمع­آوری شد. پیش از انجام آزمایش، قوه­نامیه بذور علف­های­هرز خردل وحشی و تاج خروس مورد ارزیابی قرار گرفت. به منظور شکست خواب بذور علف­های­هرز از جیبرلیک اسید با غلظت 150 میلی­گرم در لیتر با 24 ساعت نگهداری در تاریکی استفاده شد (Keshtkar et al., 2008).

            به منظور سنجش تأثیر هر یک از غلظت­های مختلف عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان، تعداد 50 عدد بذر از هرگونه علف­هرز پس از استریل شدن سطحی توسط هیپوکلریت سدیم یک درصد، بصورت تصادفی در پتری دیش­های به قطر 9 سانتی­متر بین دو کاغذ صافی قرار داده شد. به هریک از پتری­دیش­ها 10 میلی­لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان و برای غلظت صفر گرم در لیتر ( آب مقطر) اضافه شد. پس از آن ظروف پتری­دیش در پاکت­های پلاستیکی شفاف قرار داده شد و به منظور جوانه­زنی به ژرمیناتور با رطوبت نسبی 75 درصد و دمای 25 درجه سانتی­گراد انتقال داده شد (Alebrahim et al., 2011; Alebrahim et al., 2015). شمارش بذور به مدت 14 روز، روزانه در ساعت مشخص انجام شد. بذوری با طول ریشه­چه دو میلی­متر به عنوان بذور جوانه­زده در نظر گرفته شدند (Perry, 1991).

درصد جوانه­زنی بذر: درصد جوانه­زنی بذر با استفاده از رابطه (1) محاسبه شد (Scott et al., 1984).

رابطه (1)                                  

در این رابطه GP بیانگر درصد جوانه­زنی، S بیانگر تعداد بذور جوانه­زده و T بیانگر تعداد کل بذور نمونه آزمایشی می­باشد.

زمان تا 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی: زمان تا 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی با استفاده از رابطه (2) محاسبه شد (Mehmood et al., 2018).

رابطه (2)                         

در این رابطه N بیانگر تعداد نهایی بذرهای جوانه­زده، n_i و n_j بیانگر تعداد تجمعی بذرها که در زمان­های t_i و t_j جوانه‌زده­اند در زمانی که  است.

سرعت جوانه­زنی: سرعت جوانه­زنی بذر با استفاده از رابطه (3) محاسبه شد (Maguire, 1962; Burnett et al., 2005).

رابطه (3)                                         

در این رابطه n بیانگر تعداد بذر جوانه­زده در زمان t و t بیانگر تعداد روزهای پس از شروع جوانه­زنی است.

ضریب سرعت جوانه­زنی: ضریب سرعت جوانه­زنی بذر با استفاده از رابطه (4) محاسبه شد (Scott et al., 1984).

رابطه (4)                

در این رابطه CVG بیانگر ضریب سرعت جوانه­زنی و G_n – G₁ بیانگر تعداد بذر جوانه­زده از روز اول تا انتهای آزمون می­باشد.

میانگین زمان جوانه­زنی: میانگین زمان جوانه­زنی با استفاده از رابطه (5) محاسبه شد (Ellis, 1992).

رابطه(5)                                    

در این رابطه MGT بیانگر میانگین زمان لازم برای جوانه­زنی، d بیانگر تعداد روزهای شمارش از زمان شروع آزمایش و n تعداد بذر جوانه­زده در روز d می­باشد.

شاخص جوانه­زنی بذر: شاخص جوانه­زنی بذر با استفاده از رابطه (6) محاسبه شد (TeKrony and Egli, 1991).

رابطه (6)                                    

در این رابطه GI بیانگر شاخص جوانه­زنی، ni بیانگر تعداد کل بذرهای جوانه­زده، ti بیانگر تعداد روزهای پس از شروع جوانه­زنی می­باشد.

حداکثر مقدار جوانه­زنی: حداکثر مقدار جوانه­زنی با استفاده از رابطه (7) محاسبه شد (Saeb et al., 2013).

رابطه (7)                                       

در این رابطه PV بیانگر حداکثر مقدار جوانه­زنی (اوج جوانه­زنی)، MDG_max بیانگر حداکثر میانگین جوانه­زنی روزانه و N_d بیانگر تعداد روزهای پس از شروع جوانه­زنی می­باشد.

ارزش جوانه­زنی بذر: ارزش جوانه­زنی بذر با استفاده از رابطه (8) محاسبه شد (Czabator, 1962).

رابطه (8)                              

در این رابطه MDG بیانگر میانگین جوانه­زنی روزانه و PV بیانگر حداکثر مقدار جوانه­زنی بذر می­باشد.

تجزیه آماری داده­ها: تجزیه داده­ها با استفاده از نرم افزار آماری SAS 9.4، نتایج مقایسه میانگین­ها با استفاده از آزمون LSD_5% و ترسیم شکل­ها با استفاده از Excel 2019 انجام شد. همبستگی پیرسون با استفاده از نرم­افزار آماری GraphPad Prism 9 پس از انجام آزمون نرمال بودن کولموگروف-اسمیرنوف رسم شد.

نتایج

درصد جوانه­زنی: نتایج تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که درصد جوانه­زنی بذر تحت تأثیر برهمکنش گونه علف‌های هرز و غلظت­های مختلف عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود (جدول 2). نتایج نشان داد که درصد جوانه­زنی بذر خردل وحشی و تاج خروس با افزایش غلظت عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان کاهش یافت. به‌طوری‌که جوانه­زنی بذر خردل وحشی در مقایسه با غلظت صفر (آب مقطر)، در غلظت‌های 150 و 200 گرم در لیتر به­ترتیب 20 و 44 درصد کاهش یافت (جدول 3). همچنین جوانه­زنی بذر تاج خروس در مقایسه با غلظت صفر (آب مقطر)، در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر به­ترتیب 6 و 12 درصد کاهش یافت (جدول 3). مقایسه بین غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر در علف­های­هرز خردل وحشی و تاج خروس بیانگر کاهش به­ترتیب 00/30 و 38/6 درصد جوانه­زنی بذر علف­های­هرز است (جدول 3).

 

زمان تا 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی: نتایج بیانگر تأثیر مثبت و معنی­دار برهمکنش گونه­های علف­های­هرز و غلظت­های مختلف عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در سطح احتمال یک درصد بود (جدول 2). نتایج نشان داد که بیشترین زمان تا 25 درصد جوانه­زنی از غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در بذر خردل وحشی (به­ترتیب 15/2 و 28/2 روز) حاصل شد (جدول 3). این در حالی است که بذر تاج خروس دارای کمترین زمان تا 25 درصد جوانه­زنی بود و اختلاف آماری معنی­داری در بین غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر وجود نداشت (جدول 3). نتایج زمان تا 50 درصد جوانه­زنی مانند 25 درصد جوانه­زنی بود به طوری که بذر خردل وحشی در مقایسه با تاج خروس نیازمند مدت زمان بیشتری برای 50 درصد جوانه­زنی بود. بیشترین زمان تا 50 درصد جوانه­زنی (65/2 روز) از غلظت­ 200 گرم در لیتر به­دست آمد (جدول 3). پس از این غلظت، غلظت 150 گرم در لیتر (50/2 وز) خردل وحشی بیشترین زمان تا 50 درصد جوانه­زنی را داشت (جدول 3). نتایج زمان تا 75 درصد جوانه­زنی بذر علف­های­هرز نشان داد که بیشترین (07/3 روز) و کمترین (45/1 روز) به­ترتیب از غلظت 200 گرم در لیتر بذر خردل وحشی و غلظت صفر گرم در لیتر بذر تاج خروس حاصل شد (جدول 3). مدت زمان تا 75 درصد جوانه­زنی در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر بذر تاج خروس (77/1 و 78/1 روز) اختلاف آماری معنی­داری نداشتند (جدول 3). به طور کلی بذر خردل وحشی در مقایسه با بذر تاج خروس نیازمند زمان بیشتری برای جوانه­زنی بود. به نظر می­رسد در مقایسه غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر با غلظت صفر گرم در لیتر (آب مقطر) در 25، 50 و 75 درصد، عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان موجب کاهش 13/44، 37/47، 94/39، 14/43، 79/36 و 12/41 درصدی جوانه­زنی شده است. این موضوع بیانگر تأثیرپذیری بیشتر بذر خردل وحشی از عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان با خاصیت دگرآسیبی است.

 سرعت جوانه­زنی: نتایج نشان داد که برهمکنش گونه­های­ علف­های­هرز و غلظت­های عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان تأثیر معنی­داری در سطح احتمال یک درصد بر سرعت جوانه­زنی بذر خردل وحشی و تاج خروس داشت (جدول 2). نتایج نشان داد که بیشترین سرعت جوانه­زنی (11/17 بذر در روز) از غلظت صفر گرم در لیتر (آب مقطر) از بذر تاج خروس حاصل شد (جدول 3).

            همچنین سرعت جوانه­زنی بذر تاج خروس در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر در مقایسه با غلظت صفر گرم در لیتر به­ترتیب 59/40 و 44/43 درصد کاهش یافت (جدول 3). با این حال غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر در بذر تاج خروس اختلاف آماری معنی­داری نداشتند. با توجه به تأثیرپذیری کمتر بذر تاج خروس در درصد جوانه­زنی، زمان تا 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی (جدول 3)، نتایج حاصل از سرعت جوانه­زنی به دور از انتظار نبود. کمترین سرعت جوانه­زنی بدون اختلاف آماری معنی­داری از غلظت­های صفر، 150 و 200 گرم در لیتر بذر خردل وحشی (به­ترتیب 11/17، 9 و 72/13 بذر در روز) حاصل شد (جدول 3). نتایج حاصل از سرعت جوانه­زنی بذر خردل وحشی در راستای نتایج حاصل از درصد جوانه­زنی، زمان تا 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی بود (جدول 3).

میانگین زمان جوانه­زنی: نتایج نشان داد که برهمکنش گونه­های­ علف­های­هرز و غلظت­های عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان تأثیر معنی­داری در سطح احتمال یک درصد بر میانگین زمان جوانه­زنی بذر خردل وحشی و تاج خروس داشت (جدول 2). نتایج نشان داد که بیشترین (20/3 بذر در روز) و کمترین (46/1 بذر در روز) میانگین زمان جوانه­زنی به­ترتیب از غلظت­های 200 گرم در لیتر خردل وحشی و صفر گرم در لیتر (آب مقطر) تاج خروس حاصل شد (جدول 3). میانگین زمان جوانه­زنی در بذر خردل وحشی در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر در مقایسه با صفر گرم در لیتر به­ترتیب 96/32 و95/36 درصد افزایش یافت (جدول 3). با توجه به نتایج حاصل از درصد و سرعت جوانه­زنی، عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان موجب کاهش در درصد و سرعت جوانه­زنی بذر خردل وحشی شده است. این در حالی است که میانگین جوانه­زنی بذر تاج خروس مانند درصد و سرعت جوانه­زنی تحت تأثیر افزایش غلظت­های عصاره فرموله شده سان­همپ با کیتوزان قرار نگرفت و در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر (به­ترتیب 04/2 و 02/2 بذر در روز) اختلاف آماری معنی­داری نداشت (جدول 3). با این حال در مقایسه غلظت­های 150 و200 گرم در لیتر عصاره فرموله شده سان­همپ با کیتوزان در مقایسه با غلظت صفر گرم در لیتر (آب مقطر) به­ترتیب 54/28 و85/27 درصد افزایش میانگین زمان جوانه­زنی مشاهده شد (جدول 3).

ضریب سرعت جوانه­زنی: نتایج نشان داد که ضریب سرعت جوانه­زنی بذر تحت تأثیر اثرات جداگانه گونه­های علف‌های­هرز و غلظت­های مختلف عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان قرار گرفت (جدول 2). بیشترین (63/55) و کمترین (99/37) ضریب سرعت جوانه­زنی تحت تأثیر گونه­های علف­های­هرز از تاج خروس و خردل وحشی حاصل شد. به طوری که تاج خروس در مقایسه با خردل وحشی ضریب سرعت جوانه­زنی بیشتری داشت (جدول 3). همچنین بیشترین (03/59) ضریب سرعت جوانه­زنی از غلظت صفر گرم در لیتر (آب مقطر) و کمترین (07/41 و 32/40) بدون اختلاف آماری معنی­داری از غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر حاصل شد (جدول 3). به طور کلی با توجه به همبستگی ضریب سرعت جوانه­زنی به درصد و سرعت جوانه­زنی و نتایج حاصل از آن­ها می­توان بیان نمود که تاج خروس در مقایسه با خردل وحشی تأثیرپذیری کمتری در مقابل عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان داشت.

شاخص جوانه­زنی بذر: نتایج نشان داد که برهمکنش گونه­های­ علف­های­هرز و غلظت­های عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان تأثیر معنی­داری در سطح احتمال یک درصد بر شاخص جوانه­زنی بذر خردل وحشی و تاج خروس داشت (جدول 2). بیشترین (22/26) و کمترین (9) شاخص جوانه­زنی بذر به ترتیب صفر گرم در لیتر بذر تاج خروس و 200 گرم در لیتر بذر خردل وحشی حاصل شد (جدول 3). نتاج نشان داد که در مقایسه غلظت 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در بذر خردل وحشی با غلظت صفر گرم در لیتر به­ترتیب 66/47 و 67/65 درصد شاخص جوانه­زنی بذر کاهش یافت (جدول 3). همچنین در مقایسه غلظت 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در بذر تاج خروس با غلظت صفر گرم در لیتر به­ترتیب 99/39 و 87/42 درصد شاخص جوانه­زنی بذر کاهش یافت (جدول 3).

حداکثر مقدار جوانه­زنی: نتایج بیانگر تأثیر مثبت و معنی­دار برهمکنش گونه­ علف­های­هرز و غلظت­های مختلف عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در سطح احتمال یک درصد بر حداکثر مقدار جوانه­زنی بود (جدول 2). همچنین نتایج نشان داد که بیشترین (66/54) از غلظت صفر گرم در لیتر بذر تاج خروس (آب مقطر) و کمترین (88/14) از غلظت 200 گرم در لیتر بذر خردل وحشی حاصل شد (جدول 3). غلظت­های صفر گرم در لیتر خردل وحشی، 150 و 200 گرم در لیتر تاج خروس (به­ترتیب 66/45، 00/45 و 33/42) اختلاف آماری معنی­دار نداشتند (جدول 3). با این حال در مقایسه بذر خردل وحشی با تاج خروس در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر، خردل وحشی تأثیرپذیری بیشتری از عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان داشت (جدول 3). به طوری که غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در مقایسه با غلظت صفر گرم در لیتر به­ترتیب موجب کاهش 36/50 و 39/67 درصدی حداکثر جوانه­زنی شد (جدول 3).

ارزش جوانه­زنی: نتایج بیانگر تأثیر مثبت و معنی­دار برهمکنش گونه­ علف­های­هرز و غلظت­های مختلف عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در سطح احتمال یک درصد بر ارزش جوانه­زنی بذر بود (جدول 2). نتایج نشان داد که بیشترین (47/390) و کمترین (34/62) ارزش جوانه­زنی بذر به­ترتیب از غلظت­های صفر گرم در لیتر (آب مقطر) تاج خروس و 200 گرم در لیتر خردل وحشی به­دست آمد (جدول 3). غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در بذر تاج خروس (303 و 268) اختلاف آماری معنی­داری از نظر ارزش جوانه­زنی بذر نداشتند (جدول 3). مقایسه غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان با غلظت صفر گرم در لیتر (آب مقطر) در بذر خردل وحشی بیانگر کاهش 33/60 و 88/80 درصدی ارزش جوانه­زنی بذر بود (جدول 3). همچنین مقایسه غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان با غلظت صفر گرم در لیتر (آب مقطر) در بذر تاج خروس بیانگر کاهش 40/22 و 36/31 درصدی ارزش جوانه­زنی بذر بود (جدول 3).

همبستگی پیرسون: نتایج حاصل از همبستگی پیرسون در بذر خردل وحشی بیانگر تأثیر منفی و معنی­دار جوانه­زنی بذر بر زمان تا 25 درصد جوانه­زنی
(r=-0.85^**)، زمان تا 50 درصد جوانه­زنی
(r=-0.84^**)، زمان تا 75 درصد جوانه­زنی
(r=-0.85^**)، میانگین جوانه­زنی بذر (r=-0.86^**) بود. همچنین نتایج همبستگی پیرسون بیانگر تأثیر مثبت و معنی­دار جوانه­زنی بذر بر ضریب سرعت جوانه­زنی (r=0.83^**)، شاخص جوانه­زنی بذر (r=0.93^**)، حداکثر مقدار جوانه­زنی (r=0.91^**) و ارزش جوانه­زنی (r=0.91^**) بود (شکل 3). نتایج همبستگی پیرسون در بذر تاج خروس بیانگر تأثیر منفی و معنی­دار جوانه­زنی بذر بر زمان تا 75 درصد جوانه­زنی (r=-0.67^*) و تأثیر مثبت و معنی­دار آن بر شاخص جوانه­زنی بذر (r=0.75^*) بود (شکل 3). مدت زمان جوانه­زنی تا 25 درصد جوانه­زنی تأثیر مثبت و معنی­داری بر زمان تا 50 درصد (r=1.00^**)، زمان تا 75 درصد (r=0.98^**) و میانگین جوانه­زنی (r=1.00^**) داشت (شکل 3). همچنین مدت زمان جوانه­زنی تا 25 درصد تأثیر منفی و معنی­داری بر سرعت جوانه­زنی (r=-0.94^**)، ضریب سرعت جوانه­زنی (r=-0.99^**) و شاخص جوانه­زنی (r=-0.98^**) داشت (شکل 3).

 

 

شکل 3: نتایج همبستگی پیرسون خردل وحشی و تاج خروس

درصد جوانه­زنی بذر (GP)، زمان تا 25 درصد جوانه­زنی (T₂₅)، زمان تا 50 درصد جوانه­زنی (T₅₀)، زمان تا 75 درصد جوانه­زنی (T₇₅)، سرعت جوانه­زنی (GS)، ضریب سرعت جوانه­زنی (CVG)، میانگین زمان جوانه­زنی (MGT)، شاخص جوانه­زنی (GI)، حداکثر مقدار جوانه­زنی (PV) و ارزش جوانه­زنی (GV)

 

 

بحث

            جوانه­زنی بذر با مجموعه­ای از فرآیندهای پیچیده فیزیولوژیک و بیوشیمیایی همراه است (Wang et al., 2019). عوامل داخلی متعددی از جمله قدرت بذر، دما، زمان و عوامل بیرونی مانند تحریک­کننده­ها و بازدارنده­های مانند هورمون­ها و ترکیبات دگرآسیب بر جوانه­زنی بذر تأثیرگذارند (Xia et al., 2018). بذر خردل وحشی و تاج خروس دو گونه مهم خسارت­زا در مزارع کشاورزی هستند (Enayati et al. 2019; Zargar et al., 2021). شناخت ویژگی­های جوانه­زنی و مؤلفه­های وابسته به آن در این بذور موجب افزایش توانمندی­های مدیریتی در کاهش خسارت­های آن­ها به مزارع کشاورزی می­شود. نتایج حاصل از این آزمایش بیانگر آن بود که با افزایش غلظت عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان درصد جوانه­زنی بذور خردل وحشی و تاج خروس کاهش یافت. بذر خردل وحشی در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر کاهش قابل توجه­ای (20 و 44 درصد) در درصد جوانه­زنی داشت. همچنین نتایج بازدارندگی 00/30 و 38/6 درصدی جوانه­زنی در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر بیانگر تأثیرپذیری بیشتر بذر علف­هرز خردل وحشی در مقایسه با بذر علف­هرز تاج خروس بود. به نظر می­رسد بازدارندگی عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در غلظت 200 گرم در لیتر بیشتر از غلظت 150 گرم در لیتر در بذر علف­هرز خردل وحشی بود. نتایج حاصل از زمان تا 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی نیز در راستای درصد جوانه­زنی بیانگر ایجاد بازدارندگی بیشتر در جوانه­زنی بذر خردل وحشی در مقایسه با تاج خروس بود به طوری که در مقایسه غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر با غلظت
صفر گرم در لیتر (آب مقطر) در 25، 50 و 75 درصد جوانه­زنی عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان موجب بازدارندگی 13/44، 37/47، 94/39، 14/43، 79/36 و 12/41 درصدی جوانه­زنی شد. این موضوع بیانگر تأثیرپذیری بیشتر بذر خردل وحشی از عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان با خاصیت دگرآسیبی است. در مطالعات بسیاری به تأثیر عصاره سان­همپ بر جوانه­زنی بذور مختلفی مانند گندم، کاهو و علف­هرز تاج خروس اشاره شده است (Skinner et al., 2012; Alder et al., 2007; Ohdan et al., 1995). در برخی از پژوهش­ها غلظت­های مختلف دهیدروپیرولیزیدین[8] در دانه، ساقه، ریشه و برگ گیاه سان­همپ و سایر آلکالوئیدها مانند ریدلین[9]، سیکونین[10] و سنسیفیلین[11] به عنوان عوامل مؤثر در افزایش خاصیت دگرآسیبی گیاه سان­همپ در سرکوب علف­های­هرز اشاره شده است (Adams et al., 1956; Morris et al., 2015). گزارش شده است که عصاره بذر سان­همپ موجب کاهش 12 درصدی رشد علف­های­هرز می­شود (Cole, 1991). سرعت جوانه­زنی بذر علف­­هرز تاج خروس در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر کاهش یافت اما این کاهش در مقایسه با خردل وحشی بسیار ناچیز بود به‌طوری‌که تفاوت آماری در این غلظت­ها مشاهده نشد. این در حالی است که سرعت جوانه­زنی در غلظت­ 150 گرم در لیتر در مقایسه با 200 گرم در لیتر بازدارندگی بیشتری در بذر علف­هرز خردل وحشی داشت. گزارش شده است که کیتوزان موجب تحریک جوانه­زنی بذر در پاسخ به تنش­های زیستی و غیرزیستی می­شود (Mahdavi et al., 2013). برای مثال گزارش شده است که استفاده از کیتوزان موجب افزایش سرعت جوانه­زنی خیار، فلفل، کدو تنبل و کلم شده است (Chandrkrachang et al., 2002). اگرچه مطالعات بسیاری بر تأثیر مثبت کیتوزان بر تنش­های محیطی، القای مقاومت در پاتوژن­ها و تقویت­کننده و تنظیم­کننده رشد گیاه اشاره کرده است (Boonlertnirum et al., 2007; Hemantaranjan et al., 2014; Cabrera et al., 2013) اما به نظر می­رسد سنتز کیتوزان با غلظت عصاره گیاهی مصرف شده در سنتز عامل تعیین­کننده تأثیرپذیری بذور علف­های­هرز باشد.

            میانگین مدت زمان جوانه­زنی یکی از مهمترین ویژگی­های کیفی بذر محسوب می­شود که بیانگر مدت زمان استقرار یک گیاه در محیط است (Pasandideh et al., 2014). همچنین این صفت کیفی شاخصی از سرعت و شتاب جوانه­زنی است و به عنوان معیاری از یکنواختی جوانه­زنی و بینه گیاهچه نیز محسوب می­شود (Hanter et al., 1984). نتایج حاصل از این آزمایش بیانگر افزایش میانگین مدت زمان جوانه­زنی بذر خردل وحشی در غلظت 200 گرم در لیتر در مقایسه با غلظت­های 150 و صفر گرم در لیتر بود. این امر بیانگر تأثیر مثبت عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان بر کاهش یکنواختی جوانه­زنی بذر خردل وحشی است. این در حالی است که میانگین مدت زمان جوانه­زنی بذر تاج خروس تغییر چندانی در تمام غلظت­های مورد بررسی نداشت. به نظر می­رسد مقاومت بذر تاج­ خروس در برابر تغییرات جوانه­زنی تحت تأثیر عصاره فرموله شده سان­همپ با کیتوزان بیشتر است. با توجه به افزایش میانگین زمان جوانه­زنی و رابطه آن با سرعت جوانه­زنی می­توان گزارش نمود که ضریب سرعت جوانه­زنی بذر تحت تأثیر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر کاهش یافت. اگرچه در این غلظت­ها کاهش ضریب سرعت جوانه­زنی اختلاف آمای معنی­داری نداشت. بیان شده است که ضریب سرعت جوانه­زنی، بیانگر سرعت و شتاب جوانه­زنی بذر است (Scott et al., 1984). همچنین اگر میانگین زمان جوانه­زنی کمتر باشد، سرعت جوانه­زنی بذر بیشتر خواهد بود (Pasandideh et al., 2014). بنابراین می­توان گزارش نمود که بذر تاج خروس در این آزمایش با کمترین میانگین جوانه­زنی و بیشترین سرعت جوانه­زنی دارای بالاترین ضریب سرعت جوانه­زنی است. البته این موضوع بیانگر عدم تأثیرپذیری مطلوب بذر علف­هرز تاج خروس از عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان است.

            برهمکنش سرعت و درصد جوانه­زنی بذر، موجب بهبود شاخص بذر می­شود که گزارش شده است شاخص بذر، ترکیبی از این دو مؤلفه است
(Kader, 2005). کاهش درصد جوانه­زنی و سرعت جوانه­زنی بذر خردل وحشی و تاج خروس در غلظت­های 150 و 200 گرم در لیتر موجب کاهش شاخص جوانه­زنی بذر شد. این کاهش در بذر علف­هرز خردل وحشی (66/47 و 67/65 درصد) قابل توجه بود. همچنین حداکثر مقدار جوانه­زنی و ارزش جوانه­زنی بذر تحت تأثیر عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در خردل وحشی در مقایسه با تاج خروس در غلظت 200 گرم کاهش قابل توجه­ای داشت. این امر بیانگر تأثیر بازدارنده و معنی­دار عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان بر کاهش ارزش جوانه­زنی بذر و حداکثر مقدار جوانه­زنی است. برای مثال پژوهشگران گزارش کردند حضور یک آمینواسید غیرپروتئینی به نام دی- هیدروکسی نورلوسین^[12] در سان­همپ مانع از جوانه­زنی بذر کاهو (Lactuca sativa L.) می­شود (Pant and Fales, 1974; Pilbeam and Bell, 1979). همچنین بر تأثیر خاصیت دگرآسیبی عصاره آبی برگ سان­همپ بر جوانه­زنی گندم (Triticum aestivum)، فلفل دلمه­ای (Capsicum annum) و تأثیر کم آن بر جوانه­زنی گوجه فرنگی اشاره شده است (Adler and Chase, 2007; Ohdan et al., 1995). نتایج مطالعه­ای نشان داد که استفاده از عصاره برگ سان­همپ در مقایسه با تیمار شاهد موجب کاهش جوانه­زنی در بذرهای فلفل دلمه­ای (100 درصد)، گوجه فرنگی (100 درصد)، پیاز (95 درصد)، شلغم (69 درصد)، بامیه (49 درصد)، نخود (39 درصد)، چاودار (22 درصد)، ذرت شیرین (14 درصد)، نخود زمستانه اتریشی (10 درصد)، شبدر لاکی (8 درصد)، خیار (2 درصد) و گندم زمستانه (2 درصد) شد (Skinner et al., 2012). سنتز نانوذرات کیتوزان با استفاده از عصاره­های گیاهی کاربردهای مختلفی دارد. برای مثال سنتز نانوذرات کیتوزان با علف­کش­های شیمیایی مانند گلایفوسیت و ایمزاپیک و تأثیر مطلوب آن­ها بر کاهش استقرار علف­های­هرز و خطرات زیست­محیطی گزارش شده است (Maruyama et al., 2016; Rychter, 2019).

 

نتیجه­گیری

            نتایج حاصل از این آزمایش بیانگر آن بود که با افزایش غلظت عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان، درصد جوانه­زنی و سایر مؤلفه­های وابسته به آن و مورد بررسی کاهش یافت. بررسی تأثیرپذیری گونه علف­های­هرز نیز نشان داد که بذر علف­هرز خردل وحشی بیشترین تأثیرپذیری را در مقایسه با بذر علف­هرز تاج خروس داشت. همچنین به نظر می­رسد غلظت عصاره گیاهی مورد استفاده در سنتز با کیتوزان مهمترین عامل بازدارندگی جوانه­زنی و مؤلفه­های وابسته به آن باشد. از نتایج چنین استنباط می­گردد عصاره سان­همپ فرموله شده با کیتوزان در غلظت 200 گرم در لیتر موجب تأثیر مطلوب در کاهش جوانه­زنی و مؤلفه­های وابسته به آن در بذر خردل وحشی می­شود.

 

 

 

References

Abdul-Baki, A. and Anderson, J.D. 1973. Vigor determination in soydean by multiple criteria. Crop Science. 13:630-633.

Adams, R. and Gianturco, M.1956. The alkaloids of Crotalaria juncea. Journal of American Chemical Society. 78:1919-1921.

Adler, M.J. and Chase, C.A. 2007. Comparison of the allelopathic potential of leguminous summer cover crops: Cowpea, sunn hemp, and velvetbean. Hort Science. 42:289-293.

Alebrahim, M.T., Fakhari, R. and Sharifi, K. 2015. Allelopathic effect of bitter gourd extract (Acroptilon repens) on the greening of some crops and weeds. Iranian Journal of Seed Research, 6(3): 13-21.

Alebrahim, M.T., Rouhi, H., Serajchi, M., Majd, R. and Ghorbani, R. 2011. Study of dormancy-breaking and optimum temperature for germination of Russian knapweed (Acroptilon repens L.). International Journal of Agriscience. 1(1):19-25.

Boonlertnirum, S., Sarobol, E.D., Meechoui, S. and Sooksathan, I. 2007. Drought recovery andgrain yield potential of rice after chitosan application. Kasetsart Journal- Natural Science. 41(1):1-6.

Bulasara, K.V., Thakuria, H., Uppaluri, R. and Purkait, M.K. 2011. Effect of process parameters on electroless plating and nickel-ceramic composite membrane characteristics.
Desalination. 268 (1-3): 195-203.

Bulmera, C., Margaritisa, A. and Xenocostasb, A. 2012. Production and characterization of novel chitosan nanoparticles for controlled release of rHu-Erythropoietin. Biochemical Engineering Journal. 68: 61-69.

Burnett, S.E., Pennisi, S.V., Thomas, P.A. and van Iersel, M.W. 2005. Controlled drought affects morphology and anatomy of Salvia splendens. Journal of the American Society for Horticultural Science. 130(5): 775-781.

Cabrera, J.C., Wégria, G., Onderwater, R.C.A., González, G., Nápoles, M.C., Falcón-Rodríguez, A.B., Costales, D., Rogers, H.J., Diosdado, E., González, S., Cabrera, G., González, L. and Wattiez, R. 2013. Practical Use of Oligosaccharins in Agriculture. In: S. Saa Silva, P. Brown, and M. Ponchet (Eds.), Proc. 1^st World Congress on the Use of Biostimulants in Agriculture, Acta Hort. 1009 (2013): 195-212.

Chandrkrachang, S. 2002. The applications of chitin and chitosan in agriculture in Thailand. Advances in Chitin Science. 5:458-462.

Cho, A.H., Chase, C.A. and Treadwell, D.D. 2015. Apical dominance and planting density effects on weed suppression by Sunn Hemp (Crotalaria juncea L.). Hortscience 50(2):263-267.

Choudhary, S.K., Kumar, A. and Kumar. R. 2020. Novel Nanotechnological Tools for Weed Management – A Review. Chemical Science Review and Letters. 9(36): 886-894.

Cole, S.D. 1991. Allelopathic effects of Crotalaria juncea. University of South Dakota, MS Thesis.

Cota-Arriola, O., Onofre Cortez-Rocha, M., Burgos-Hernández, A., Marina Ezquerra- Brauer, J. and Plascencia-Jatomea, M. 2013. Controlled release matrices and micro/nanoparticles of chitosan with antimicrobial potential: development of new strategies for microbial control in agriculture. Journal of Science of Food Agriculture. 93 (7):1525–1536.

Czabator, F.J. 1962. Germination Value: An Index Combining Speed and Completeness of Pine Seed Germination. Forest Science. 8: 386-396.

Elizabath, A., Babychan, M., Mathew, A.M. and Syriac, G.M. 2019. Application of nanotechnology in agriculture. International Journal of Pure and Applied Bioscience. 7 (2):131-139.

Ellis, R. H. 1992. Seed and seedling vigor in relation to crop growth and yield. Plant Growth Regulation. 11: 249-255.

Enayati, V., Esfandiari, E., Pourmohammad, A. and Haj Mohammadnia Ghalibaf, K. 2019. Evaluation of different methods in seed dormancy breaking and germination of redroot pigweed (Amaranthus retroflexus). Iranian Journal of Seed Research: 5(2): 129-137.

Hemantaranjan, A., Katiyar, D., Singh, B. and Nishant Bhanu, A. 2014. A Future Perspective in Crop Protection: Chitosan and its Oligosaccharides. Advances in Plants & Agriculture Research. 1(1): 00006, 1-8.

Hunter, E.A., Glaasbey, C.A. and Naylor. R.A.L. 1984. The analysis of data from germination tests. Journal of Agricultural Sciences, Cambridge. 102: 207-213.

Javaid, M.M., Bhan, M., Johnson, J.V., Rathinasabapahi, B. and Chase, C.A. 2015. Biological and chemical characterizations of allelopathic potential of diverse accessions of the cover crop sunn hemp. American Society for Horticultural Science. 140(6):532-541.

Kader, M.A. 2005. A comparison of seed germination calculation formulae and the associated interpretation of resulting data. Journal and Proceedings of the Royal Society of New South Wales. 138: 65–75.

Kamireddy, S.R., Li, J., Abbina, S., Berti, M., Tucker, M. and Ji, Y. 2013. Converting forage sorghum and sunn hemp into biofuels through dilute acid pretreatment. Industrial Crops and Products. 49:598-609.

Keshtkar, H.R.  Azarinvand, H., Etemad, V.  and Moosavi, S.S. 2008. Seed dormancy-breaking and germination requirements of Ferula ovina and Ferula gummosa. Desert. 13:45-51.

Kurita, K. 2006. Chitin and chitosan: functional biopolymers from marine crustaceans. Mar Biotechnol (NY). 8(3): 203-226. doi: 10.1007/s10126-005-0097-5.

Li, H.F., Dong, J.X., Vasylieva, N., Cui, Y.L. Wan, D.B., Hua, X.D., Huo, j.Q., Yang, D.C., Gee, Sh.J. and Hammock, B.D. 2021. Highly specific nanobody against herbicide 2, 4-dichlorophenoxyacetic acid for monitoring of its contamination in environmental water. Science of the Total Environment 753 (2021):141950, 1-41.

Maghsoodi, M.R., Lajayer, B.A., Hatami, M. and Mirjalili, M.H. 2019. Challenges and opportunities of nanotechnology in plant-soil mediated systems: beneficial role, phytotoxicity, and phytoextraction, Advances in Phyto nanotechnology. From synthesis to Application, Edition: 1^st, 379-404 pp.

Maguire, J.D. 1962. Speed of germination, aid in selection and evaluation for seedling emergence and vigour. Crop Science. 2:176-177.

Mahdavi, B. and Rahimi, A. 2013. Seed priming with chitosan improves the germination and growth performance of ajowan (Carum copticum) under salt stress. EurAsian Journal of BioSciences Eurasia J Biosci. 7: 69-76.

Maruyama, C.R., Guilger, M., Pascoli, M., Bileshy-Jose, N., Abhilash, P.C., Fraceto, L.F. and Lima, R.D. 2016. Nanoparticles Based on Chitosan as Carriers for the Combined Herbicides Imazapic and Imazapyr. Scientific Reports. 6:19768, 1-15. DOI: 10.1038/srep19768.

Mehmood, A., Naeem, M., Khalid, F., Saeed, Y., Abbas, T., Jabran, Kh., Sawar, M.A. Tanveer, A. and Javaid, M.M. 2018. Identification of phytotoxins in different plant parts of Brassica napus and their influence on mung bean. Environmental Science and Pollution
Research. 25:18071-18080.

Morris, JB., Chase, C., Treadwell, D., Koenig, R., Cho, A., Morales-Payan, J.P., Murphy, T. and Antonious, G.F. 2015. Effect of sunn hemp (Crotalaria juncea L.) cutting date and planting density on weed suppression in Georgia, USA. Journal of Environmental Science and Health, Part B.50: 614-621.

Mujtaba, M., Khawar, KH.M., Camara, M.C., Carvalho, L.B., Fraceto, L.F., Morsi, R.E., Elsabee, M.Z., Kaya, M., Labidi, J., Ullah, H. and Wang, D. 2020. Chitosan-based delivery systems for plants: A brief overview of recent advances and future directions. International Journal of Biological Macromolecules. 154: 683-697.

Ohdan, H., Daimon, H. and Mimoto, H. 1995. Evaluation of allelopathy in Crotalaria by using a seed pack growth pouch. Japanese Journal of Crop Science. 64:644-649.

Okey-Onyesolu, C.F., Hassanisaadi, M., Bilal, M., Barani, M., Rahdar, A., Iqbal, J. and

Pant, R. and Fales, H.M. 1974. Occurrence of a new amino acid in Crotalaria seeds. Phytochemistry. 13:1626-1627.

Pasandideh, H., Sseyed Sharifi, R., Hamidi, A., Mobasser, S. and Sedghi, M. 2014. Relationship of seed germination and vigour indices of commercial soybean (Glycine max L. Merr.) Cultivar with seedling emergence in field. Iranian Journal of Seed Sciences and
Research, 1(1): 29-50.

Perry, D.A. 1991. Methodology and application of vigor tests. International Seed Testing Association, Zurich, Switzerland. 275pp.

Pilbeam, D.J. and Bell, A.E. 1979. A reappraisal of the free amino acids in seeds of Crotalaria juncea (Leguminosae). Phytochemistry. 18: 320-321.

Putnam, A.R. and Tang, C.S. 1986. The science of allelopathy. Wiley, N.Y.

Rychter, P. 2019. Chitosan/glyphosate formulation as a potential, environmentally friendly herbicide with prolonged activity. Journal of Environmental Science and Health, part B. Pesticides, Food Contaminants, and Agricultural Wastes. 54(8):681-692. https://doi.org/10.1080/03601234.2019.1632644

Saeb, H., Khayyat, M., Zarezadeh, A., Moradinezhad, F., Samadzadeh, A. and Safaee, M. 2013. Effects of NaCl stress on seed germination attributes of periwinkle (Catharanthus roseus L.) and corn poppy (Papaver rhoeas L.) plants. Plant Breeding and Seed Science. 67:115-123.

Saif, S., Tahir, A. and Chen, Y. 2016. Green Synthesis of Iron Nanoparticles and Their Environmental Applications and Implications. Nanomaterials (MADP). 6(11), 209: 1-26.

Scott, S.J., Jones, R.A. and Williams, W.A. 1984. Review of data analysis methods for seed germination. Crop Science, 24: 1192-1199.

Shahbazi, M.A., Hamidi, M. and Mohammadi-Samani, S. 2013. Preparation, optimization, and in-vitro/in-vivo/ex-vivo characterization of chitosan-heparin nanoparticles: drug-induced gelation. Journal of Pharmacy and pharmacology. 65(8): 1118-1133.

Shukla, S.K., Mishra, A.K., Arotiba, O.A., Mamba, B.B. 2013. Chitosan-based nanomaterials: A state-of-the-art review. International Journal of Biological Macromolecules. 59(2013): 46-58.

Skinner, E.M., Dı´az-Pe´rez, J.C., Phatak, SH., Schomberg, H.H. and Vencill, W. 2010. Allelopathic Effects of Sunn hemp (Crotalaria juncea L.) on Germination of Vegetables and Weeds. Hort. Science. 47(1):138-142.

Sun, T., Zhou, D., Xie, J., Mao, F. 2007. Preparation of chitosan oligomers and their antioxidant activity. European Food Research and Technology. 225 (3-4): 451-456.

Tekrony, D.M. and Egli, D.B. 1991. Relationship of seed vigor to crop yield: a review. crop science. 31(3):816-822.

Trusheva, B., Trusnkova, D. and Bankova, V. 2007. Different extraction methods of biologically active components from propolis: a preliminary study. Chemistry central Journal. 1(13):1-4.

Wang, J., Ma, H. and Wang, SH. 2019. Application of ultrasound, microwaves, and magnetic fields techniques in the germination of cereals. Food Science and Technology Research. 25 (4): 489-497.

Wani, T.A., Masoodi, F., Baba, W.N., Ahmad, M., Rahmanian, N. and Jafari, S.M. 2019. Nanoencapsulation of agrochemicals, fertilizers, and pesticides for improved plant production. Advances in Phytonanotechnology. Chapter 11, 279-298.

Wu, H., Pratley, J., Lemerle, D. and Haig, T. 1999. Crop cultivars with allelopathic capability. Weed Research. 39:171–180.

Xia, Q., Green, B.D., Zhu, Z.Z., Li, Y.E., Gharibzahedi, S.M.T., Roohinejad, S. and Barba, F.J. 2018. Innovative processing techniques for altering the physicochemical properties of wholegrain brown rice (Oryza sativa L.)-opportunities for enhancing food quality and health attributes. Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 59(20):3349-3370.

Zargar, M., Kavhiza, N.J., Bayat, M. and Pakina, E. 2021.Wild Mustard (Sinapis arvensis) Competition and Control in Rain-Fed Spring Wheat (Triticum aestivum L.). Agronomy. 11(11): 11(11): 2306:1-8.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

[1]. C3

[2]. Phytoxic nonoprotein amino acid hydroxynorleucin

[3]. Anticholesterolaemic`

[4]. Imazapic

[5]. Maceration

[6]. Ionic gelation

[7]. Tripolyphosphate (TPP)

[8]. Dehydropyrrolizidine

[9]. Riddelline

[10]. Senecionine

[11]. Seneciphylline

 

[12]. D-hydroxy nor leucine

مراجع

References

Abdul-Baki, A. and Anderson, J.D. 1973. Vigor determination in soydean by multiple criteria. Crop Science. 13:630-633.

Adams, R. and Gianturco, M.1956. The alkaloids of Crotalaria juncea. Journal of American Chemical Society. 78:1919-1921.

Adler, M.J. and Chase, C.A. 2007. Comparison of the allelopathic potential of leguminous summer cover crops: Cowpea, sunn hemp, and velvetbean. Hort Science. 42:289-293.

Alebrahim, M.T., Fakhari, R. and Sharifi, K. 2015. Allelopathic effect of bitter gourd extract (Acroptilon repens) on the greening of some crops and weeds. Iranian Journal of Seed Research, 6(3): 13-21.

Alebrahim, M.T., Rouhi, H., Serajchi, M., Majd, R. and Ghorbani, R. 2011. Study of dormancy-breaking and optimum temperature for germination of Russian knapweed (Acroptilon repens L.). International Journal of Agriscience. 1(1):19-25.

Boonlertnirum, S., Sarobol, E.D., Meechoui, S. and Sooksathan, I. 2007. Drought recovery andgrain yield potential of rice after chitosan application. Kasetsart Journal- Natural Science. 41(1):1-6.

Bulasara, K.V., Thakuria, H., Uppaluri, R. and Purkait, M.K. 2011. Effect of process parameters on electroless plating and nickel-ceramic composite membrane characteristics.
Desalination. 268 (1-3): 195-203.

Bulmera, C., Margaritisa, A. and Xenocostasb, A. 2012. Production and characterization of novel chitosan nanoparticles for controlled release of rHu-Erythropoietin. Biochemical Engineering Journal. 68: 61-69.

Burnett, S.E., Pennisi, S.V., Thomas, P.A. and van Iersel, M.W. 2005. Controlled drought affects morphology and anatomy of Salvia splendens. Journal of the American Society for Horticultural Science. 130(5): 775-781.

Cabrera, J.C., Wégria, G., Onderwater, R.C.A., González, G., Nápoles, M.C., Falcón-Rodríguez, A.B., Costales, D., Rogers, H.J., Diosdado, E., González, S., Cabrera, G., González, L. and Wattiez, R. 2013. Practical Use of Oligosaccharins in Agriculture. In: S. Saa Silva, P. Brown, and M. Ponchet (Eds.), Proc. 1^st World Congress on the Use of Biostimulants in Agriculture, Acta Hort. 1009 (2013): 195-212.

Chandrkrachang, S. 2002. The applications of chitin and chitosan in agriculture in Thailand. Advances in Chitin Science. 5:458-462.

Cho, A.H., Chase, C.A. and Treadwell, D.D. 2015. Apical dominance and planting density effects on weed suppression by Sunn Hemp (Crotalaria juncea L.). Hortscience 50(2):263-267.

Choudhary, S.K., Kumar, A. and Kumar. R. 2020. Novel Nanotechnological Tools for Weed Management – A Review. Chemical Science Review and Letters. 9(36): 886-894.

Cole, S.D. 1991. Allelopathic effects of Crotalaria juncea. University of South Dakota, MS Thesis.

Cota-Arriola, O., Onofre Cortez-Rocha, M., Burgos-Hernández, A., Marina Ezquerra- Brauer, J. and Plascencia-Jatomea, M. 2013. Controlled release matrices and micro/nanoparticles of chitosan with antimicrobial potential: development of new strategies for microbial control in agriculture. Journal of Science of Food Agriculture. 93 (7):1525–1536.

Czabator, F.J. 1962. Germination Value: An Index Combining Speed and Completeness of Pine Seed Germination. Forest Science. 8: 386-396.

Elizabath, A., Babychan, M., Mathew, A.M. and Syriac, G.M. 2019. Application of nanotechnology in agriculture. International Journal of Pure and Applied Bioscience. 7 (2):131-139.

Ellis, R. H. 1992. Seed and seedling vigor in relation to crop growth and yield. Plant Growth Regulation. 11: 249-255.

Enayati, V., Esfandiari, E., Pourmohammad, A. and Haj Mohammadnia Ghalibaf, K. 2019. Evaluation of different methods in seed dormancy breaking and germination of redroot pigweed (Amaranthus retroflexus). Iranian Journal of Seed Research: 5(2): 129-137.

Hemantaranjan, A., Katiyar, D., Singh, B. and Nishant Bhanu, A. 2014. A Future Perspective in Crop Protection: Chitosan and its Oligosaccharides. Advances in Plants & Agriculture Research. 1(1): 00006, 1-8.

Hunter, E.A., Glaasbey, C.A. and Naylor. R.A.L. 1984. The analysis of data from germination tests. Journal of Agricultural Sciences, Cambridge. 102: 207-213.

Javaid, M.M., Bhan, M., Johnson, J.V., Rathinasabapahi, B. and Chase, C.A. 2015. Biological and chemical characterizations of allelopathic potential of diverse accessions of the cover crop sunn hemp. American Society for Horticultural Science. 140(6):532-541.

Kader, M.A. 2005. A comparison of seed germination calculation formulae and the associated interpretation of resulting data. Journal and Proceedings of the Royal Society of New South Wales. 138: 65–75.

Kamireddy, S.R., Li, J., Abbina, S., Berti, M., Tucker, M. and Ji, Y. 2013. Converting forage sorghum and sunn hemp into biofuels through dilute acid pretreatment. Industrial Crops and Products. 49:598-609.

Keshtkar, H.R.  Azarinvand, H., Etemad, V.  and Moosavi, S.S. 2008. Seed dormancy-breaking and germination requirements of Ferula ovina and Ferula gummosa. Desert. 13:45-51.

Kurita, K. 2006. Chitin and chitosan: functional biopolymers from marine crustaceans. Mar Biotechnol (NY). 8(3): 203-226. doi: 10.1007/s10126-005-0097-5.

Li, H.F., Dong, J.X., Vasylieva, N., Cui, Y.L. Wan, D.B., Hua, X.D., Huo, j.Q., Yang, D.C., Gee, Sh.J. and Hammock, B.D. 2021. Highly specific nanobody against herbicide 2, 4-dichlorophenoxyacetic acid for monitoring of its contamination in environmental water. Science of the Total Environment 753 (2021):141950, 1-41.

Maghsoodi, M.R., Lajayer, B.A., Hatami, M. and Mirjalili, M.H. 2019. Challenges and opportunities of nanotechnology in plant-soil mediated systems: beneficial role, phytotoxicity, and phytoextraction, Advances in Phyto nanotechnology. From synthesis to Application, Edition: 1^st, 379-404 pp.

Maguire, J.D. 1962. Speed of germination, aid in selection and evaluation for seedling emergence and vigour. Crop Science. 2:176-177.

Mahdavi, B. and Rahimi, A. 2013. Seed priming with chitosan improves the germination and growth performance of ajowan (Carum copticum) under salt stress. EurAsian Journal of BioSciences Eurasia J Biosci. 7: 69-76.

Maruyama, C.R., Guilger, M., Pascoli, M., Bileshy-Jose, N., Abhilash, P.C., Fraceto, L.F. and Lima, R.D. 2016. Nanoparticles Based on Chitosan as Carriers for the Combined Herbicides Imazapic and Imazapyr. Scientific Reports. 6:19768, 1-15. DOI: 10.1038/srep19768.

Mehmood, A., Naeem, M., Khalid, F., Saeed, Y., Abbas, T., Jabran, Kh., Sawar, M.A. Tanveer, A. and Javaid, M.M. 2018. Identification of phytotoxins in different plant parts of Brassica napus and their influence on mung bean. Environmental Science and Pollution
Research. 25:18071-18080.

Morris, JB., Chase, C., Treadwell, D., Koenig, R., Cho, A., Morales-Payan, J.P., Murphy, T. and Antonious, G.F. 2015. Effect of sunn hemp (Crotalaria juncea L.) cutting date and planting density on weed suppression in Georgia, USA. Journal of Environmental Science and Health, Part B.50: 614-621.

Mujtaba, M., Khawar, KH.M., Camara, M.C., Carvalho, L.B., Fraceto, L.F., Morsi, R.E., Elsabee, M.Z., Kaya, M., Labidi, J., Ullah, H. and Wang, D. 2020. Chitosan-based delivery systems for plants: A brief overview of recent advances and future directions. International Journal of Biological Macromolecules. 154: 683-697.

Ohdan, H., Daimon, H. and Mimoto, H. 1995. Evaluation of allelopathy in Crotalaria by using a seed pack growth pouch. Japanese Journal of Crop Science. 64:644-649.

Okey-Onyesolu, C.F., Hassanisaadi, M., Bilal, M., Barani, M., Rahdar, A., Iqbal, J. and

Pant, R. and Fales, H.M. 1974. Occurrence of a new amino acid in Crotalaria seeds. Phytochemistry. 13:1626-1627.

Pasandideh, H., Sseyed Sharifi, R., Hamidi, A., Mobasser, S. and Sedghi, M. 2014. Relationship of seed germination and vigour indices of commercial soybean (Glycine max L. Merr.) Cultivar with seedling emergence in field. Iranian Journal of Seed Sciences and
Research, 1(1): 29-50.

Perry, D.A. 1991. Methodology and application of vigor tests. International Seed Testing Association, Zurich, Switzerland. 275pp.

Pilbeam, D.J. and Bell, A.E. 1979. A reappraisal of the free amino acids in seeds of Crotalaria juncea (Leguminosae). Phytochemistry. 18: 320-321.

Putnam, A.R. and Tang, C.S. 1986. The science of allelopathy. Wiley, N.Y.

Rychter, P. 2019. Chitosan/glyphosate formulation as a potential, environmentally friendly herbicide with prolonged activity. Journal of Environmental Science and Health, part B. Pesticides, Food Contaminants, and Agricultural Wastes. 54(8):681-692. https://doi.org/10.1080/03601234.2019.1632644

Saeb, H., Khayyat, M., Zarezadeh, A., Moradinezhad, F., Samadzadeh, A. and Safaee, M. 2013. Effects of NaCl stress on seed germination attributes of periwinkle (Catharanthus roseus L.) and corn poppy (Papaver rhoeas L.) plants. Plant Breeding and Seed Science. 67:115-123.

Saif, S., Tahir, A. and Chen, Y. 2016. Green Synthesis of Iron Nanoparticles and Their Environmental Applications and Implications. Nanomaterials (MADP). 6(11), 209: 1-26.

Scott, S.J., Jones, R.A. and Williams, W.A. 1984. Review of data analysis methods for seed germination. Crop Science, 24: 1192-1199.

Shahbazi, M.A., Hamidi, M. and Mohammadi-Samani, S. 2013. Preparation, optimization, and in-vitro/in-vivo/ex-vivo characterization of chitosan-heparin nanoparticles: drug-induced gelation. Journal of Pharmacy and pharmacology. 65(8): 1118-1133.

Shukla, S.K., Mishra, A.K., Arotiba, O.A., Mamba, B.B. 2013. Chitosan-based nanomaterials: A state-of-the-art review. International Journal of Biological Macromolecules. 59(2013): 46-58.

Skinner, E.M., Dı´az-Pe´rez, J.C., Phatak, SH., Schomberg, H.H. and Vencill, W. 2010. Allelopathic Effects of Sunn hemp (Crotalaria juncea L.) on Germination of Vegetables and Weeds. Hort. Science. 47(1):138-142.

Sun, T., Zhou, D., Xie, J., Mao, F. 2007. Preparation of chitosan oligomers and their antioxidant activity. European Food Research and Technology. 225 (3-4): 451-456.

Tekrony, D.M. and Egli, D.B. 1991. Relationship of seed vigor to crop yield: a review. crop science. 31(3):816-822.

Trusheva, B., Trusnkova, D. and Bankova, V. 2007. Different extraction methods of biologically active components from propolis: a preliminary study. Chemistry central Journal. 1(13):1-4.

Wang, J., Ma, H. and Wang, SH. 2019. Application of ultrasound, microwaves, and magnetic fields techniques in the germination of cereals. Food Science and Technology Research. 25 (4): 489-497.

Wani, T.A., Masoodi, F., Baba, W.N., Ahmad, M., Rahmanian, N. and Jafari, S.M. 2019. Nanoencapsulation of agrochemicals, fertilizers, and pesticides for improved plant production. Advances in Phytonanotechnology. Chapter 11, 279-298.

Wu, H., Pratley, J., Lemerle, D. and Haig, T. 1999. Crop cultivars with allelopathic capability. Weed Research. 39:171–180.

Xia, Q., Green, B.D., Zhu, Z.Z., Li, Y.E., Gharibzahedi, S.M.T., Roohinejad, S. and Barba, F.J. 2018. Innovative processing techniques for altering the physicochemical properties of wholegrain brown rice (Oryza sativa L.)-opportunities for enhancing food quality and health attributes. Critical Reviews in Food Science and Nutrition. 59(20):3349-3370.

Zargar, M., Kavhiza, N.J., Bayat, M. and Pakina, E. 2021.Wild Mustard (Sinapis arvensis) Competition and Control in Rain-Fed Spring Wheat (Triticum aestivum L.). Agronomy. 11(11): 11(11): 2306:1-8.